XX век был ознаменован появлением множества лекарственных препаратов для борьбы с инфекционными заболеваниями, в результате чего значимо увеличилась продолжительность жизни населения. В то же время начал наблюдаться неуклонный рост количества неинфекционных заболеваний [1]. К эпидемиям XXI века относят как метаболические расстройства (сахарный диабет 2-го типа (СД 2), ожирение), так и болезнь Альцгеймера (БА) [2]. БА – комплексное нейродегенеративное заболевание, в первую очередь характеризующееся когнитивным дефицитом, а на патоморфологическом уровне – прогрессирующей гибелью нейронов и накоплением сенильных бляшек и нейрофибриллярных клубков в результате агрегации β-амилоида. За последние годы накоплены многочисленные свидетельства взаимосвязи БА и метаболических расстройств. Нарушения секреции инсулина и его сигнальных путей являются общими механизмами для БА и СД 2 и провоцируют окислительный стресс, воспалительные процессы и накопление β-амилоида [3]. Однако остается неясным, является ли БА непосредственной причиной нарушений углеводного обмена или ассоциация деменции с развитием СД 2 обусловлена сочетанием БА с классическими факторами риска гипергликемии, такими как избыточная масса тела и возраст пациентов.

Оценка раздельного вклада двух факторов в развитие нарушений углеводного обмена: (1) увеличения массы тела на фоне высококалорийного питания и (2) экспериментально вызванной БА.

Проведено одноцентровое экспериментальное проспективное контролируемое исследование с участием лабораторных животных.

Исследование проведено в Лаборатории экспериментальной патологии нервной системы ФГБНУ «Научный центр неврологии» (Москва, Россия).

Суммарная продолжительность исследования составила 4 мес. После получения животных из питомника был введен карантин длительностью 2 нед. По окончании карантина животным проведены стереотаксические операции. Через 2 нед после оперативных вмешательств был проведен первый глюкозотолерантный тест (ГТТ) и введены нормо- (НКД) и высококалорийная (ВКД) диеты, повторный ГТТ проведен через 3 мес от исходного.

Крысы-самцы линии Вистар были получены из питомника «Столбовая» в возрасте 3–3,5 мес. После окончания карантина животным были проведены стереотаксические операции по введению в латеральные желудочки мозга стрептозоцина (СТЗ) для моделирования БА либо физиологического раствора (ложнооперированные животные – ЛО). Спустя 2 нед животные были разделены на 4 группы:

– группа с введением физиологического раствора, которой была назначена НКД (ЛО+НКД);

– группа с введением физиологического раствора, которой была назначена ВКД (ЛО+ВКД);

– группа, которой была назначена НКД после введения СТЗ в латеральные желудочки мозга (СТЗ+НКД);

– группа, которой была назначена ВКД после введения СТЗ в латеральные желудочки мозга (СТЗ+ВКД).

Длительность нахождения животных на диете составила 3 мес. Перед началом диеты, а также спустя 3 мес животным были проведены интраперитонеальные ГТТ. По окончании исследования животных декапитировали и производили морфологическую оценку тканей головного мозга, поджелудочной железы, печени (рис. 1).

Рацион и содержание животных. Животные содержались в стандартных контролируемых условиях вивария при 12 ч световом цикле. НКД включала только полнорационный комбикорм для содержания лабораторных животных производства ООО «Лабораторкорм», из расчета 5 г на 100 г веса животного в 1 сут. Питье ― фильтрованная вода. ВКД помимо комбикорма, в том же количестве включала в себя обогащение рациона, которое животные получали ежедневно. В данной работе использовалось 2 варианта обогащенной диеты, которые чередовались для гарантированного употребления экспериментальными крысами предлагаемой им кормосмеси. Первый вариант смеси для обогащения рациона включал 6% белков, 31% жиров и 43% углеводов, пищевая ценность составляла 1143 ккал/100 г. Общая масса смеси равнялась 210 г на 10 животных в 1 сут. Дополнительно животные получали 3% раствор сахарозы в качестве питья. Второй вариант смеси для обогащения рациона включал 17,4% белков, 34% жиров и не включал углеводов, пищевая ценность составляла 1321 ккал/100 г. Общая масса смеси равнялась 210 г на 10 животных в 1 сут. Дополнительно животные получали 10% раствор сахарозы в качестве питья.

Хирургические процедуры. Для получения модели БА анестезированных крыс помещали на раму лабораторного СТЗ («Stoelting», США), надрезали скальп и через просверленные в черепе отверстия вводили раствор стрептозоцина («Abcam», США) с помощью микрошприца c иглой 26G/51 мм («Hamilton Bonaduz AG», Швейцария), закрепленного в стереотаксическом манипуляторе. Растворяли СТЗ в физиологическом растворе в дозе 3 мг/кг, по 5 мкл в каждый боковой желудочек мозга. Для стереотаксического введения использовали следующие координаты: AP=–0,8; L=1,5; V=3,5 [4]. В качестве анестезии применяли золетил 100 («Valdepharm», Франция; производитель растворителя – «Delpharm Tours», Франция) в дозе 3 мг/100 г и ксилу (Interchemie Werken «De Adelaar» B.V., Нидерланды) в дозе 3 мг/кг внутримышечно, для премедикации использовали атропин (ООО «ОЗ «ГНЦЛС», Украина) в дозе 0,04 мг/кг подкожно за 10–15 мин до введения ксиланита.

Основным исходом исследования являлась оценка состояния углеводного обмена у крыс на фоне ВКД и в экспериментальной модели БА.

Дополнительными исходами являлись изменение динамики массы тела животных, изменения морфометрических показателей плотности GFAP-позитивных астроцитов и дофаминергических нейронов в вентромедиальных структурах гипоталамуса. Кроме того, критерием оценки моделей служило выявление при морфологическом исследовании накопления β-амилоида в мозге (для стрептозоциновой модели БА), накопления липидов в ткани печени и поджелудочной железы и изменения островков поджелудочной железы.

Основную конечную точку – динамику гликемии – регистрировали в ходе теста ГТТ на фоне внутрибрюшинного введения глюкозы (глюкоза 40% раствор для инъекций, ЗАО «Мосагроген», Россия) в дозе 1,5 мг/кг после 8–10-часовой пищевой депривации [5]. Концентрацию глюкозы измеряли с помощью глюкометра Акку-Чек Перформа («Roche Diabetes Care Inc.», США) электрохимическим методом в цельной крови из хвостовой вены, до углеводной нагрузки (исходно) и спустя 10, 30, 60 и 120 мин.

Вес животных определяли каждые 7 дней после начала эксперимента с помощью весов Sartorius L610D («Sartotius AG», Германия). В публикации представлены данные по изменению веса через 1 и 3 мес от введения диет.

Морфологическое исследование. Крыс декапитировали гильотиной, извлекали мозг, правую долю печени и спленальную часть поджелудочной железы и фиксировали 48 ч погружением в 4% нейтральный раствор формалина. Образцы пропитывали 30% раствором сахарозы и замораживали в среде O.C.T («Tissue Tek, Sakura», США), после чего на криостате Cryo 3 («Tissue Tek, Sakura», США) готовили срезы толщиной 10 мкм.

Для демаскировки антигенов срезы нагревали 15 мин в Трис-ЭДТА буфере (pH=9,0, «Dako», США), в пароварке. После остывания их промывали фосфатным буфером (0,01 M, pH=7,2), содержащем 0,2% Trton X100 («Sigma», Германия). Использовали антитела к глиофибриллярному белку (GFAP, каталожный номер С9205, «Sigma»), циклонуклеотидфосфатазе (CNP, AMab91068, «Sigma»), тирозингидроксилазе (TH, T8700, «Sigma»), β-амилоиду (anti-Aβ, поликлональные, CT695, «ThermoFisher», США) и хромогранину A (ChgA, Ab45179, «Abcam», Великобритания), разведение антител выбирали в соответствии с протоколами производителей. Срезы инкубировали во влажной камере, 18 ч при комнатной температуре, после чего промывали и инкубировали 4 ч с вторичными антителами. Для иммунофлюоресцентной детекции использовали вторичные антитела (F (ab’)2 фрагменты IgG, «Sigma») меченые флуорохромами CF488 или CF555. Ядра клеток докрашивали DAPI (диамидинофенилиндол, «Sigma»). Для заключения срезов использовали среду Fluoroshield («Sigma»).

Липиды выявляли окрашиванием 0,7% раствором масляного красного (OilRed O, O0625, «Sigma») в пропиленгликоле. Срезы проводили через 85% раствор пропиленгликоля, окрашивали 7 мин, дифференцировали окраску пропиленгликолем, ополаскивали дистиллированной водой, докрашивали гематоксилином («Биовитрум», Россия) и заключали в водорастворимую среду MountQuick («Bio-Optica», Италия).

Срезы исследовали и документировали с помощью микроскопов Nikon Eclipse Ni-u (Япония) с монохромной камерой Nikon DS-Qi для регистрации флюоресценции и микроскопа Leica DMLB (Германия) с цветной камерой Leica DC200 для светлого поля. Подсчет клеток производили в интересующей области при увеличении объектива ×20, на 5–10 полях зрения на срез, обрабатывая 6–12 срезов с каждого животного. Данные по каждому животному усредняли.

Исследование было проведено в соответствии с правилами, принятыми Европейской конвенцией по защите позвоночных животных (Страсбург, 1986); Приказом М.З. РФ № 119 Н от 1 апреля 2016 г. «Об утверждении Правил лабораторной практики», Principles of Good Laboratory Practice (OECD, ENV/ MC/ CUEM (98)17, 1997); ГОСТ 33044–2014 «Принципы надлежащей лабораторной практики» (идентичен GLP OECD); со статьей 11 Федерального закона от 12 апреля 2010 г. № 61-ФЗ «Об обращении лекарственных средств» (ред. от 22.10.14). Были предприняты надлежащие меры по соблюдению биоэтических норм сокращения количества исследуемых животных [6].

Размер выборки предварительно не рассчитывался. Для статистической обработки данных применяли программу GraphPad Prism 7.0, используя одно- и двух факторный дисперсионный анализ (ANOVA), а при отклонении данных от нормального распределения использовали тест Краскелла−Уоллис ANOVA. Для сравнения между группами использовали апостериорные тесты Тьюки (Tukey test) или Данна (Dunn test). Результаты считали статистически значимыми при p<0,05.

В исследование включены 21 крысы линии Вистар. Исходные характеристики животных к началу эксперимента составили: масса = 362,4±6,8 г; концентрация глюкозы в плазме крови натощак = 5,40±0,11 ммоль/л; концентрация глюкозы на 120-й минуте ГТТ = 6,56±0,23 ммоль/л (данные представлены в виде M±SEM).

По результатам первого ГТТ у всех групп животных показатели гликемии значимо не различались. Также не было различий между группами по весу животных.

Через 3 мес после проведения оперативных вмешательств и введения диет характер гликемических кривых значимо различался в 4х исследуемых группах (рис. 2).

Группа ЛО+НКД демонстрировала нормальный паттерн гликемической кривой в ходе ГТТ: пик концентрации глюкозы в венозной крови приходился на 10–15 мин после пищевой нагрузки, далее наблюдалось постепенное снижение гликемии к 60-й минуте теста до 7,2±0,25 ммоль/л (см. рис. 2). Данная группа имела наименьшую площадь под гликемической кривой, остальные три группы имели значимо больший прирост гликемии в ответ на углеводную нагрузку. Группа ЛО-ВКД ожидаемо характеризовалась более высокими значениям гликемии в раннем постпрандиальном периоде и менее быстрым снижением гликемии. Гликемическая кривая группы СТЗ-НКД отличалась менее выраженным подъемом гликемии в первые минуты теста (до 11,8±1,31 ммоль/л к 10-й минуте ГТТ), однако в дальнейшем продолжался рост гликемии вплоть до 60-й минуты, также не происходило снижения гликемии к окончанию теста. Значимых отличий гликемической кривой между группами СТЗ+НКД и СТЗ+ВКД не выявили.

Изменение веса животных. Все животные демонстрировали прибавку в весе в течение эксперимента (рис. 3а),

Морфологические исследования. Морфологическая часть нашего исследования ставила перед собой две задачи: оценить возможные различия в эктопическом накоплении липидов в ткани печени и поджелудочной железы животных, а также определить выраженность дегенеративных изменений структур головного мозга, ассоциированных с развитием БА.

Группа ЛО+НКД характеризовалась отсутствием эктопического накопления липидов в печени. У обеих групп животных, получавших ВКД, была выявлена диффузная жировая дистрофия печени (рис. 4, и–м,

Эктопическое накопление жира в поджелудочной железе преимущественно обнаруживалось у животных в группах, получавших ВКД (рис. 4, а–г, см. раздел «Дополнительная информация»), по сравнению с животными на нормокалорийном питании. Иммуноморфологическое исследование с окрашиванием на хромогранин, А показало гиперплазию островков поджелудочной железы, сопровождавшуюся нарушением их регулярной формы в обеих группах, получавших ВКД (рис. 4, д–з, см. раздел «Дополнительная информация»), тогда как животные групп ЛО+НКД и СТЗ+НКД не имели особенностей формы и размеров островков.

Морфологическая оценка структур головного мозга у животных, которым был введен СТЗ, выявила выраженные дегенеративные изменения стенки III желудочка и прилежащих к нему структур – вентромедиального и аркуатного ядер гипоталамуса. В обеих группах (СТЗ+НКД и СТЗ+ВКД) наблюдали деформацию и резкое увеличение просвета III желудочка, повреждение эпендимоцитов, исчезновение GFAP-позитивной астроглии и α-таницитов и выраженное накопление β-амилоида в нейронах (рис. 5, 6, см. раздел «Дополнительная информация»). Окрашивание на циклонуклеотидфосфатазу (CNP, маркер олигодендроглии) выявило дегенерацию олигодендроглии, повреждение перивентрикулярного белого вещества под действием СТЗ (см. рис. 6, см. раздел «Дополнительная информация»). Кроме того, СТЗ вызвал снижение количества GFAP-позитивной глии и глиотические изменения сохранной астроглии – гипертрофию отростков и их поляризацию.

Подсчет плотности астроцитов (рис. 7)

На протяжении эксперимента общее состояние животных всех групп было удовлетворительным. У крыс обеих групп с ВКД шерстный покров гладкий, волос блестящий, удерживался хорошо, у крыс, получавших фиксированное количество нормокалорийного корма, шерстный покров поредевший, тусклый, подкожная клетчатка слабо развита.

Наше исследование ставило перед собой цель оценить вклад таких факторов, как ожирение и БА, в развитие нарушений углеводного обмена. Для ответа на поставленный вопрос мы разделили животных на 4 группы, каждая из которых имела один из факторов риска или их комбинацию:

– ЛО+НКД – контроль (отсутствие вмешательства на головном мозге и нормокалорийное питание);

– ЛО+ВКД – изолированное воздействие высококалорийного питания и увеличения массы тела;

– СТЗ+НКД – изолированное воздействие СТЗ как способа моделирования БА;

– СТЗ+ВКД – совместное действие обоих факторов риска (увеличения массы тела и развития БА).

В нашем исследовании как воздействие ВКД, так и введение СТЗ приводило к нарушениям углеводного обмена у лабораторных животных, однако паттерн изменения гликемической кривой отличался у животных с СТЗ-моделированной БА и ожирением на фоне ВКД.

Роль ВКД в развитии ожирения и нарушений углеводного обмена хорошо известна. Увеличение потребления пищи с высоким содержанием жиров является одним из ключевых факторов, ответственных за рост числа пациентов с СД 2 по всему миру [7]. Кроме того, имеются многочисленные данные об увеличении риска развития СД 2 у пациентов с БА [8]. Однако остается непонятным, являются ли дегенеративные изменения структур головного мозга при БА самостоятельной причиной развития нарушений углеводного обмена или тенденция к увеличению частоты развития СД 2 при деменции связана с тем, что пациенты с БА находятся в более пожилом возрасте и зачастую имеют увеличенную массу тела.

В проведенном исследовании мы постарались сформировать группы животных таким образом, чтобы было возможно разделить вклад увеличения массы тела с одной стороны и дегенеративных изменений головного мозга, типичных для БА, с другой. Возраст животных был одинаков, поэтому роль этого фактора была исключена.

В нашей работе ВКД приводила к выраженным метаболическим нарушениям у животных – ожирению и гипергликемии. Морфологически животные, получавшие диету с высоким содержанием жиров, имели закономерно более выраженное эктопическое накопление жира в ткани печени и поджелудочной железы, чем животные на нормокалорийном питании.

В то же время, введение СТЗ в латеральные желудочки головного мозга, приводило в нашем исследовании к развитию у животных изменений головного мозга, характерных для Б.А. Экспериментально Б.А. моделируется интрацеребральным введением СТЗ, который увеличивает агрегацию β-амилоида и приводит к патоморфологическим и поведенческим изменениям, сходным с БА [9, 10]. В то же время СТЗ захватывается транспортером глюкозы (GLUT2), проявляет высокую токсичность по отношению к β-клеткам поджелудочной железы и используется для индукции СД у животных. Известно, что при системном введении СТЗ вызывает у животных диабет 1-го типа [11]. В зависимости от модели, дозы СТЗ варьируются от 30 до 100 мг/кг и более. Однократное системное введение CТЗ в высоких дозах (>50 мг/кг) вызывает практически полную гибель β-клеток поджелудочной железы и снижение продукции инсулина до неопределяемой концентрации, тогда как многократное системное введение малых доз СТЗ используют для моделирования умеренного повреждения β-клеток [11]. Важно, что однократное введение СТЗ в дозе 35 мг/кг крысам в сочетании с высокожирной диетой приводило к инсулинорезистентности, нарушая передачу сигнала через инсулиновый рецептор, тогда как эта же доза при нормокалорийной диете не вызывала значимых изменений [12]. В том же исследовании доза СТЗ в 25 мг/кг вне зависимости от диеты не приводила к изменениям базальной концентрации глюкозы и инсулина в плазме крови. Вместе с тем многократно показано, что интрацеребральное введение СТЗ, в дозах 1–3 мг/кг, не вызывающих диабета, приводит к когнитивному дефициту, локальному нарушению метаболизма глюкозы, окислительному стрессу и накоплению β-амилоида в структурах мозга, хотя механизмы действия СТЗ в мозге до конца не изучены [13]. Кроме того, полученные нами результаты согласуются с работой [14], выполненной на крысах линии Lewis, где продемонстрированы метаболические нарушения при внутрижелудочковом введении СТЗ, при отсутствии его влияния на β-клетки поджелудочной железы.

Мы можем говорить о том, что в обеих группах – СТЗ+НКД и СТЗ+ВКД – нам удалось создать модель Б.А. Но к изолированному воздействию СТЗ можно отнести только СТЗ+НКД; иными словами, эта группа являлась моделью БА без ожирения. Поэтому нарушения углеводного обмена, продемонстрированные в группе СТЗ+НКД, могли служить подтверждением влияния повреждения структур головного мозга на метаболический статус животных.

По результатам нашего исследования, группа животных СТЗ+НКД демонстрировала увеличение площади под гликемической кривой по сравнению с контрольной группой ЛО+НКД, что свидетельствует о вовлеченности пораженных СТЗ структур головного мозга в регуляцию системного метаболизма глюкозы. Мы предполагаем, что важным патогенетическим аспектом СТЗ-индуцированной модели БА является повреждение структур гипоталамуса. Это предположение подтверждается выявленной нами дегенерацией в аркуатном ядре гипоталамуса таницитов, астроглии и дофаминовых нейронов – клеточных популяций, модулирующих активность гипоталамических нейронов и непосредственно вовлеченных в системный энергетический гомеостаз [15, 16]. В мозге β-амилоид, по-видимому, ингибирует сигнальные каскады инсулина на разных уровнях [10, 17]. Так, на трансгенных мышах экспрессия мутантного APP (предшественника β-амилоида) в гипоталамусе вызвала местное снижение метаболизма глюкозы [18]. Важно, что действие олигомеров β-амилоида на ядра гипоталамуса, вовлеченные в энергетический метаболизм, вызывает периферические нарушения толерантности к глюкозе [19], на генетичеcких моделях БА также отмечаются системные метаболические нарушения, связанные с дисфункцией гипоталамуса [20]. Все это указывает на участие в патогенезе БА не только локальной, внутрицеребральной, но и системной регуляции метаболизма глюкозы. Известно, что нейроны, танициты и астроглия гипоталамуса, в том числе аркуатного, дорсо- и вентромедиального гипоталамических ядер, участвуют в контроле пищевого поведения, гуморальных, симпатических и парасимпатических механизмов регуляции энергетического обмена [16, 21, 22]. В клинических испытаниях пациенты с БА демонстрируют нарушения, указывающие на дисфункцию гипоталамуса, – изменение веса, нейроэндокринные нарушения, нарушения цикла сон–бодрствование [17, 23]. Дегенерация ядер гипоталамуса при БА показана в прижизненных нейровизуализационных и посмертных аутопсийных исследованиях [20, 24].

Таким образом, продемонстрированные нами морфологические изменения структур гипоталамуса в группе СТЗ+НКД, могли самостоятельно приводить к системным нарушениям углеводного обмена.

В то же время хотелось бы обратить внимание на морфологические изменения головного мозга, наблюдаемые в группе ЛО+ВКД. Животные данной группы, в отличие от обеих групп СТЗ, демонстрировали активацию астроглии в аркуатном ядре гипоталамуса. Активация астроцитов и усиление экспрессии GFAP могут быть физиологическим, адаптационным ответом, отражающим участие глиальных популяций гипоталамуса в регуляции энергетического метаболизма. С другой стороны, пролиферация астроглии может отражать активацию провоспалительных реакций в ответ на изменение рациона. Так, существуют данные о влиянии высококалорийной диеты (обогащенной жирами и простыми углеводами) на метаболические процессы в различных областях головного мозга [2, 3, 25]. Диета, обогащенная жирными кислотами, вызывает нейровоспаление, сопровождающееся астроглиозом и активацией микроглии в гипоталамусе и, по-видимому, в других структурах мозга [26–28]. В свою очередь нейровоспаление провоцирует и отягощает накопление β-амилоида и нейродегенерацию при БА [29].

Взаимосвязь нарушений углеводного обмена и БА подтверждают и данные о том, что внутрижелудочковое введение аналога инсулина у крыс с СТЗ-индуцированной БА, приводило к уменьшению выраженности когнитивных нарушений [30]. И наоборот, у крыс с СД, вызванным СТЗ, протективные свойства в отношении когнитивных функций демонстрируют агонисты рецепторов глюкагоноподобного пептида 1-го типа – препараты, точкой приложения которых являются ядра гипоталамуса [31].

Вместе с тем ранее нами продемонстрированное защитное свойство избыточной массы тела на когнитивные функции у крыс линии Sprague-Dawley [32] в текущем эксперименте не было подтверждено. В нашем исследовании ВКД не приводила к улучшению состояния стенки желудочков мозга и прилежащих гипоталамических структур, поврежденных под действием СТЗ. Эти противоречия отражены и в работах других авторов: имеются данные о том, что под действием высокожирной диеты на генетических моделях БА происходило улучшение состояния гематоэцефалического барьера и не менялось накопление β-амилоида в гиппокампе [33], а в другом исследовании было отмечено, что высокожирная диета увеличивает накопление β-амилоида [34].

Более полно роль нарушений углеводного обмена на стрептозотоциновой модели БА еще предстоит оценить. В нашей работе интрацеребральное введение СТЗ приводило к существенным нарушениям системного метаболизма глюкозы. Важно отметить, что последующее содержание животных на нормо- или высококалорийной диете значимо не влияло на состояние углеводного обмена, что говорит о непосредственном вкладе интрацеребрального введения СТЗ как модели БА в развитие нарушений углеводного обмена.

Ограничением исследования являлось определение гликемии с использованием глюкометра, что объясняется малым объемом циркулирующей крови животных и невозможностью сбора большего количества крови в ходе ГТТ. Возможным ограничением работы могут являться полученные нами результаты о неоднородности распределения по весу крыс, получавших СТЗ. Это может быть связано как с разной степенью повреждения гипоталамических структур, так и с индивидуальными особенностями животных, требует отдельного исследования и может изменять интерпретацию данных.

В последние годы широко обсуждается взаимосвязь БА и метаболических расстройств. Тем не менее неясно, могут ли дегенеративные изменения структур головного мозга при БА быть непосредственной причиной развития СД 2-го типа. В нашей работе мы ставили перед собой цель оценить раздельный вклад двух факторов в развитие нарушений углеводного обмена: увеличения массы тела на фоне потребления высококалорийной диеты и дегенеративного поражения структур головного мозга, наблюдаемых при моделировании БА. В нашем исследовании внутрижелудочковое введение СТЗ вызвало характерные для модели БА изменения – увеличение размеров желудочков мозга, дегенерацию белого вещества и накопление β-амилоида в гипоталамусе. В ядрах гипоталамуса выявили выраженные нейродегенеративные изменения – гибель дофаминергических нейронов тубероинфундибулярной системы, таницитов и астроцитов. СТЗ в сочетании с любой диетой вызывал нарушение углеводного обмена у крыс, но именно группа животных, получавших нормокалорийное питание, представляла собой модель изолированного влияния поражения головного мозга под действием СТЗ на углеводный обмен. В данной группе отмечалась значимо более выраженная гипергликемия по сравнению с ложнооперированной группой на НКД, что говорит о самостоятельном вкладе дегенеративных изменений ядер гипоталамуса в системный метаболизм глюкозы. Токсическое действие СТЗ на β-клетки поджелудочной железы при интрацеребральном введении минимально, в связи с отсутствием проникновения СТЗ через гематоэнцефалический барьер и крайне низкие используемые дозы СТЗ.

Таким образом, показанное в нашей работе непосредственное влияние повреждения структур головного мозга в модели БА на углеводный обмен свидетельствует в пользу общности патогенетических механизмов БА и СД 2. Наличие когнитивных нарушений может сопровождаться изменением центральной регуляции энергетического обмена.

Источник финансирования. Исследование и публикация настоящей статьи осуществлены на личные средства авторского коллектива.

Конфликт интересов. Исследование и публикация настоящей статьи осуществлены в рамках государственного задания ФГБНУ НЦН.

Участие авторов: А.В. Ставровская – создание концепции исследования, проведение исследования, анализ результатов, участие в подготовке рукописи; Д.Н. Воронков – создание концепции исследования, проведение исследования, анализ результатов, написание рукописи; Е.А. Шестакова – анализ полученных результатов, написание рукописи; А.С. Гущина – проведение исследования, ветеринарное сопровождение лабораторных животных; А.С. Ольшанский – проведение исследования; Н.Г. Ямщикова – проведение исследования. Все авторы внесли значимый вклад в проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию статьи перед публикацией.

Сведения об авторах

*Ставровская Алла Вадимовна, к.б.н. [Alla V. Stavrovskaya, PhD, leading research associate]; адрес: Россия, 103064, Москва, пер. Обуха, 5 [address: 5 Obukha l., 103064 Moscow, Russia]; ORCID: https://orcid.org/0000-0002-8689-0934; eLibrary SPIN: 8013-7362; e-mail: alla_stav@mail.ru

Воронков Дмитрий Николаевич, к.м.н. [Dmitry N. Voronkov, PhD, senior researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0001-5222-5322; eLibrary SPIN:1576-8871; e-mail: voronkov@neurology.ru

Шестакова Екатерина Алексеевна, к.м.н. [Ekaterina A. Shestakova, MD, PhD, leading research associate]; ORCID: https://orcid.org/0000-0001-6612-6851; eLibrary SPIN: 1124-7600; e-mail: katiashestakova@mail.ru

Гущина Анастасия Сергеевна [Anastasiya S. Gushchina, researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0003-3026-0279; eLibrary SPIN: 4017-5024; e-mail: anastaisha-2015@mail.ru

Ольшанский Артём Сергеевич, к.б.н. [Artyom S. Olshansky, PhD, senior Researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0002-5696-8032; eLibrary SPIN: 7072-0721; e-mail: AS0769@yandex.ru

Ямщикова Нина Гавриловна, к.б.н. [Nina G. Yamshikova, PhD, leading researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0003-4387-2266; eLibrary SPIN: 9385-5576; e-mail: nyamshikova@yandex.ru

КАК ЦИТИРОВАТЬ:

Ставровская А.В., Воронков Д.Н., Шестакова Е.А., Гущина А.С., Ольшанский А.С., Ямщикова Н.Г. Стрептозоцин-индуцированная болезнь Альцгеймера как самостоятельный фактор риска развития гипергликемии у крыс линии Вистар // Проблемы эндокринологии. – 2019. – Т. 65. – №5. – С. 351-361. https://doi.org/10.14341/probl12126