Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.

Самойлов А.Н.

ФГБОУ ВО «Казанский государственный медицинский университет» Минздрава России

Бариева А.М.

ФГБОУ ВО «Казанский государственный медицинский университет» Минздрава России

Кузнецова А.А.

ФГБОУ ВО «Казанский государственный медицинский университет» Минздрава России

Патогенетические основы развития атрофии зрительного нерва при токсическом поражении метанолом

Авторы:

Самойлов А.Н., Бариева А.М., Кузнецова А.А.

Подробнее об авторах

Журнал: Вестник офтальмологии. 2024;140(2): 91‑96

Прочитано: 1729 раз


Как цитировать:

Самойлов А.Н., Бариева А.М., Кузнецова А.А. Патогенетические основы развития атрофии зрительного нерва при токсическом поражении метанолом. Вестник офтальмологии. 2024;140(2):91‑96.
Samoylov AN, Barieva AM, Kuznetsova AA. Pathogenetic basis of optic nerve atrophy in methanol poisoning. Russian Annals of Ophthalmology. 2024;140(2):91‑96. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/oftalma202414002191

Рекомендуем статьи по данной теме:

Атрофия зрительного нерва является одной из частых причин развития слепоты у трудоспособного населения. Эта патология всегда вторична, причины ее развития многообразны и полиэтиологичны [1].

Метил-алкогольная интоксикация зрительного нерва представляет собой токсическую оптическую нейропатию, вызванную употреблением растворов, содержащих метиловый спирт. На первый план выступают симптомы общей интоксикации вплоть до развития комы. Офтальмологические симптомы появляются через несколько часов или дней: быстро до очень низких цифр снижается острота зрения на оба глаза. Зрачки расширяются, перестают реагировать на свет. Видимые изменения на глазном дне появляются на 4—5-е сутки от начала заболевания в виде тотальной деколорации диска зрительного нерва [2].

Настоящий обзор литературы посвящен актуальному вопросу — изложению биохимических основ токсического поражения при отравлении метанолом. В статье рассмотрены различные механизмы, в той или иной мере задействованные в указанном токсическом поражении. Понимание процесса развития атрофии зрительного нерва на патогенетическом уровне при метил-алкогольной интоксикации позволит вовремя поставить правильный диагноз и назначить своевременное лечение.

Общие сведения

Атрофия зрительного нерва — это патоморфологическое последствие заболеваний периферического нейрона зрительного пути в виде атрофии нервных волокон различной степени выраженности [2]. Эта патология относится к изменениям поздних стадий, которые происходят в зрительном нерве в результате дегенерации аксонов в зрительном анализаторе между сетчаткой и латеральным коленчатым телом, проявляющаяся нарушением зрительной функции и побледнением диска зрительного нерва [3].

Атрофия зрительного нерва на фоне токсического воздействия метанола, как правило, развивается при употреблении алкоголя и его суррогатов и формируется в течение 3—6 мес. Однако в отдаленные сроки еще могут сохраняться нервные волокна, которые находятся в состоянии парабиоза и могут быть стимулированы различными методами лечения. Терапия неэффективна только в случае полной атрофии зрительного нерва. Клинически состояние характеризуется снижением остроты зрения на один или оба глаза, изменениями в поле зрения (центральные и парацентральные скотомы или сужение полей зрения, соответствующие локализации и количеству пораженных нервных волокон) [2].

Метанол и его метаболиты: определение, структура, метаболизм

Метанол (CH3OH, древесный спирт, метиловый спирт) представляет собой простейший одноатомный спирт [4]. Основной механизм элиминации метанола у человека — окисление до формальдегида, муравьиной кислоты и CO2. Метаболизм протекает в печени с участием алкогольдегидрогеназы. Особая чувствительность человека к токсическому действию метанола связана с фолатзависимой продукцией формиата, а не с самим метанолом или промежуточным продуктом метаболизма — формальдегидом [5].

Формальдегид (HCHO) — это простейший альдегид, который также известен как метаналь. Формальдегид обладает высокой реакционной способностью [6, 7]. Сообщалось, что у здоровых людей концентрация формальдегида в крови составляет около 0,1 мг/дм3 [8], в то время как в головном мозге она составляет около 0,2 мг/дм3 (гиппокамп) и 0,4 мг/дм3 (кора головного мозга) [9]. Эти уровни формальдегида соответствуют нормальному физиологическому балансу между процессами образования формальдегида и его удаления. Однако повышенная активность ферментов, образующих формальдегид, или острое воздействие большого количества экзогенного формальдегида без одновременного повышения способности очищать формальдегид повысит его уровень в организме и приведет к стрессу формальдегида [6, 10]. Формиат, полученный из формальдегида, вероятно, стимулирует гликолитический поток (играет двоякую роль: приводит к генерированию аденозинтрифосфорной кислоты в результате распада глюкозы, и он же поставляет строительные блоки для синтеза клеточных компонентов) вследствие подавления дыхания, так как другие ингибиторы комплексов дыхательной цепи стимулируют выработку гликолитического лактата в культивируемых астроцитах и нейронах [6, 11, 12]. Ускоренный гликолиз в нервных клетках, подвергшихся воздействию формальдегида, вероятно, вызван полученным из формальдегида формиатом, который, как известно, ингибирует митохондриальную цитохром-С-оксидазу (цитохромоксидазу) [13].

Нейротоксичность, возникающая в результате потребления метанола, широко документирована как у людей, так и у животных и была объяснена образованием муравьиной кислоты в результате метаболизма метанола с помощью алкогольдегидрогеназы [14—16]. Муравьиная кислота (HCOOH, формиат) — особый член гомологического ряда предельных монокарбоновых кислот [14]. Скорость окисления и выведения муравьиной кислоты (формиата) зависит от адекватных уровней печеночной фолиевой кислоты, особенно тетрагидрофолата печени [14, 17]. Формиат может вызывать окислительный стресс, образуя свободные радикалы в результате реакции, подобной реакции Фентона [14, 18]. В этой реакции образуется гидроксильный радикал (•OH), который, в свою очередь, окисляет формиат, образуя анионный радикал диоксида углерода (•CO2). Затем радикал •CO2 вступает в реакцию с молекулярным кислородом, образуя диоксид углерода и цитотоксические активные формы кислорода (АФК), супероксидный радикал. Муравьиная кислота нарушает митохондриальный перенос электронов и выработку энергии путем ингибирования активности цитохромоксидазы [13, 19] и вызывает гибель клеток за счет увеличения выработки цитотоксических активных форм кислорода, вторичных по отношению к блокаде цепи переноса электронов.

Таким образом, муравьиная кислота приводит к развитию метаболического ацидоза. Изменение в клетках редокс-потенциала и уменьшение соотношения НАД/НАДН приводят к ингибированию глюконеогенеза, что сопровождается накоплением лактата и еще более глубоким ацидозом. За счет токсического действия на зрительный нерв муравьиная кислота вызывает потерю зрения, вплоть до полной слепоты [20].

Цитохромоксидаза

При отравлении метанолом происходит полная инактивация цитохромоксидазы, развивается деполяризация мембран, которая считается главным критерием необратимого поражения клеток. Цитохромоксидаза является конечным ферментом дыхательной цепи митохондрий и многих бактерий и ключевым ферментом аэробного дыхания. Фермент проникает через соединительную мембрану митохондрий или бактерий и катализирует восстановление молекулярного кислорода до воды [21].

Комплекс цитохромоксидазы человека представляет собой многосубъединичную сборку во внутренней митохондриальной мембране, ответственную за конечное событие переноса электронов, при котором восстанавливается молекулярный кислород [22].

Комплекс цитохромоксидазы человека (комплекс IV) является одним из пяти митохондриальных мультисубъединичных комплексов, ответственных за процесс окислительного фосфорилирования. Его функция состоит в том, чтобы отбирать электроны у цитохрома C, образующегося в результате окисления субстрата, для немедленного восстановления молекулярного кислорода до воды [22, 23].

Наряду со своей центральной ролью в производстве энергии, передаче сигналов и формировании окислительного стресса в нервных клетках, цитохромоксидаза занимает центральное место в регулировании функции и выживания нервных клеток в физиологических, патологических и защитных условиях в центральной нервной системе (ЦНС). Физиологическая значимость этого механизма заключается в том, что он позволяет цитохромоксидазе определять соотношение адензинтрифосфата и аденозиндифосфата (АТФ/АДФ), тем самым играя важную роль в регулировании выработки энергии в соответствии с потребностями клеток в энергии [24].

Активность цитохромоксидазы позволяет определять уровень энергии и регулировать синтез АТФ в соответствии с потребностями в энергии. Однако в условиях гипоксии, токсичности и дегенерации экспрессия изоформы цитохромоксидазы IV-2 повышается, и она заменяется на цитохромоксидазу IV-1 в ферментативном комплексе. Этот переключатель изоформы цитохромоксидазы IV вызывает отмену аллостерического ингибирования цитохромоксидазой обратной связи АТФ и, следовательно, потерю чувствительности к уровню энергии. Таким образом, активность цитохромоксидазы повышается, что приводит к повышению уровня АТФ в нервных клетках независимо от уровня клеточной энергии. Одновременно увеличивается выработка АФК. Таким образом при патологических состояниях нервные клетки снабжаются АТФ для удовлетворения потребности в энергии, но за счет повышенного окислительного стресса и развития метаболического ацидоза. Этот механизм объясняет функциональную значимость экспрессии изоформы субъединицы IV цитохромоксидазы для восприятия клеточной энергии, выработки АТФ и уровней окислительного стресса, а также на развитие метаболического ацидоза. Это, в свою очередь, влияет на функцию нервных клеток, передачу сигналов и выживание. В результате цитохромоксидаза является решающим фактором в этиологии, прогрессировании и распространенности многочисленных нейродегенеративных заболеваний человека. При ингибировании системы цитохромоксидазы происходит нарушение в аэробном гликолизе, что приводит к развитию метаболического ацидоза [24].

Окислительное фосфорилирование (дыхательная цепь)

При развитии атрофии зрительного нерва на фоне отравления метанолом происходит ингибирование окислительного фосфорилирования. Функция дыхательной цепи — утилизация восстановленных дыхательных переносчиков, образующихся в реакциях метаболического окисления субстратов (главным образом в цикле трикарбоновых кислот). В дыхательной цепи происходит дискриминация протонов и электронов: в то время как протоны переносят через мембрану, создавая повышенный уровень pH, электроны движутся по цепи переносчиков от убихинола к цитохромоксидазе, генерируя разность электрических потенциалов, необходимую для образования АТФ протонной АТФ-синтазой. Поэтому тканевое дыхание «заряжает» митохондриальную мембрану, а окислительное фосфорилирование «разряжает» ее. Муравьиная кислота за счет повреждения цитохромоксидазы приводит к ингибированию окислительного фосфорилирования, что, в свою очередь, приводит к нарушению в системе АТФ/АДФ. Это сопровождается нарушением кислотного-основного равновесия и развитием метаболического ацидоза [5].

Метаболический ацидоз

Если компенсаторные механизмы не способны предотвратить сдвиги концентрации водородных ионов, происходит нарушение кислотно-основного равновесия и развивается ацидоз. Такое состояние характеризуется накоплением в тканях и крови органических кислот [25].

Метаболический ацидоз характеризуется первичным снижением концентрации бикарбоната (HCO3) в сыворотке крови, вторичным снижением артериального парциального давления двуокиси углерода (PaCO2) примерно на 1 мм рт.ст. на каждые 1 ммоль/л снижения концентрации HCO3 в сыворотке крови и снижением pH крови [26].

Ацидоз и увеличение концентрации кальция внутри клетки способствуют активации внутриклеточных энзимов, что вызывает интенсификацию свободнорадикального окисления, перекисного окисления липидов и избыточного синтеза оксида азота. Развитие ацидоза приводит к тканевой гипоксии [27, 28].

Сразу же наблюдается зависимое от pH снижение сродства гемоглобина к кислороду (эффект Бора) [29]. Выработка клеточной энергии может быть нарушена при метаболическом ацидозе, поскольку активность 6-фосфофруктокиназы, важнейшего фермента гликолиза, зависит от pH [30].

Гипоксия

Центральная нервная система зависит от окислительного метаболизма глюкозы больше, чем любой другой орган в организме млекопитающих. Поэтому кислород и глюкоза являются двумя необходимыми энергетическими субстратами для поддержания функций головного и спинного мозга. Это указывает на важность аэробного энергетического метаболизма митохондриями. Одним из ключевых участников аэробного энергетического метаболизма митохондрий является терминальный и высокорегулируемый ферментный комплекс IV дыхательной цепи — цитохромоксидаза [24].

Адензинтрифосфат, вырабатываемый дыхательной цепью, в основном используется нервными клетками для поддержания ионного гомеостаза, т.е. трансмембранных градиентов ионов за счет активности ионного насоса транспортеров и АТФаз. На такие процессы, как аксональный транспорт и синтез нейротрансмиттеров и макромолекул, приходится лишь незначительная доля затрат нервной энергии [31].

Метаболизм митохондриальной окислительной энергии тесно связан с активностью нейронов, а экспрессия и/или активность белка цитохромоксидазы часто используются в исследованиях мозга в качестве маркера функциональной активности нервной системы [32].

Кислород является наиболее важным субстратом для удовлетворения энергетических нужд органов с высокой потребностью в энергии, таких как мозг. Следовательно, гипоксические условия оказывают пагубное воздействие, особенно на нейроны, требующие большого количества энергии [24].

АТФ, однако, представляет собой косвенный продукт активности цитохромоксидазы. При высоких матричных соотношениях АТФ/АДФ восстановленный фермент цитохромоксидаза демонстрирует снижение каталитической активности, тем самым вызывая снижение выработки АТФ [32—34].

Гипоксия вызывает снижение внутриклеточных уровней АТФ из-за недостаточного снабжения кислородом для аэробного производства энергии митохондриями. При физиологически значимых концентрациях цитохрома C активность цитохромоксидазы повышалась при высоких соотношениях АТФ/АДФ, тем самым устраняя аллостерическое ингибирование цитохромоксидазой АТФ. Интересно, что при низких уровнях АТФ/АДФ активность цитохромоксидазы снижалась. Эти два наблюдения указывают на нарушение регуляции чувствительности и активности цитохромоксидазы в зависимости от уровня клеточной энергии в условиях гипоксии, поскольку при необходимости вырабатывается меньше энергии (при низких соотношениях АТФ/АДФ) и больше энергии, когда клетки обеспечены высокими уровнями АТФ/АДФ [35].

После воздействия токсина повышенная экспрессия изоформы IV-2 цитохромоксидазы обеспечивает более высокую каталитическую активность независимо от энергетического статуса клетки/митохондрии. Таким образом, цитохромоксидаза, экспрессирующая изоформу IV-2, потеряла свою чувствительность к клеточному энергетическому уровню. При воздействии метаболитов метанола на нервные клетки происходит повышение внутриклеточных уровней АТФ, сопровождающееся повышенной выработкой митохондриального пероксида [36—38].

Нейроны зависят от окислительной выработки АТФ и будут еще раньше ограничены кислородом из-за опосредованного изоформой IV-2 цитохромоксидазы повышенного потребления кислорода соседними астроцитами. Это может послужить дополнительным объяснением того, почему нейроны более подвержены влиянию и более уязвимы в условиях гипоксии, чем астроциты.

Другим аспектом снижения выживаемости нейронов из-за повышенной экспрессии цитохромоксидазы IV-2 в соседних астроцитах может быть усиление продукции перекиси астроцитарных митохондрий [38].

Заключение

Таким образом, поступая в организм, метанол в печени под действием алкогольдегидрогеназы метаболизируется до формальдегида и муравьиной кислоты. Полная блокада цитохромоксидазы приводит к деполяризации мембран, что является главным критерием необратимого поражения клеток [21].

Токсическое действие метанола главным образом связано с муравьиной кислотой и формальдегидом, которые подавляют систему цитохрома, ингибируют окислительное фосфорилирование и тем самым вызывают дефицит АТФ, которому особенно подвержены ткани мозга и сетчатка. На фоне накопления формиата происходит нарушение тканевого дыхания, что приводит к выраженной тканевой гипоксии. Вследствие такого метаболизма метанола формируется метаболический ацидоз и происходит смещение pH в «кислую» сторону [39].

Апоптоз нервных клеток стимулируется метаболическим ацидозом, предрасполагающим к клеточной гибели. Дефекты дыхательной цепи, вызванные повышением уровня АФК, в свою очередь, могут способствовать дальнейшему увеличению выработки АФК, что приводит к порочному циклу, кульминацией которого является гибель клеток. Нарушение энергетической способности митохондрий производить АТФ и накопление окислительных повреждений в нервных клетках, подвергающихся старению, нейродегенерации или ишемическим повреждениям, являются двумя основными концепциями, объясняющими участие митохондрий в заболеваниях, поражающих ЦНС [24, 40]. Понимание процесса развития атрофии зрительного нерва на патогенетическом уровне при отравлениях метанолом позволит вовремя поставить диагноз и начать своевременную терапию, что позволит избежать стойкого снижения остроты зрения.

Участие авторов:

Концепция и дизайн исследования: А.С., А.Б.

Сбор и обработка материала: А.М., А.К.

Написание текста: А.Б., А.К.

Редактирование: А.С.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Литература / References:

  1. Шпак Н.И., Дмитриева М.О., Федорова Л.И. Клиника и лечение атрофии зрительного нерва: Методическое письмо. Одесса. 1971.
  2. Тахчиди Х.П., Гаврилова Н.А., Гаджиева Н.С. Справочник врача-офтальмолога. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2021.
  3. Егиазарова А.Г., Шурыгина И.П. Дифференциально-диагностический подход в оценке характера течения частичной атрофии зрительного нерва. Точка зрения. Восток-Запад. 2021;(3):64-65.  https://doi.org/10.25276/2410-1257-2021-3-64-65
  4. Кишкун А.А. Руководство по лабораторным методам диагностики. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2009.
  5. Кишкун А.А. Диагностика неотложных состояний: руководство для специалистов клинико-диагностической лаборатории и врачей-клиницистов. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2019.
  6. Tulpule K, Dringen R. Formaldehyde in brain: an overlooked player in neurodegeneration? J Neurochem. 2013;127(1):7-21.  https://doi.org/10.1111/jnc.12356
  7. Metz B, Kersten G.F, Hoogerhout P, et al. Identification of formaldehyde-induced modifications in proteins: reactions with model peptides. J Biol Chem. 2004;279:6235-6243.
  8. Zhao Y, Wei L, Tagmount A, Loguinov A, Sobh A, Hubbard A, McHale CM, Chang CJ, Vulpe CD, Zhang L. Applying genome-wide CRISPR to identify known and novel genes and pathways that modulate formaldehyde toxicity. Chemosphere. 2020;269:128701. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2020.128701
  9. Tang XQ, Ren YN, Zhou CF, et al. Hydrogen sulfideprevents formaldehyde-induced neurotoxicity to PC12 cells by attenuation of mitochondrial dysfunction and pro-apoptotic potential. Neurochem Int. 2012;61(1):16-24.  https://doi.org/10.1016/j.neuint.2012.04.011
  10. He RQ, Lu J, Miao JY. Formaldehyde stress. Sci China Life Sci. 2010;53(12): 13999. https://doi.org/10.1007/s11427-010-4112-3
  11. Pauwels PJ, Opperdoes FR, Trouet A. Effects of antimycin, glucose deprivation, and serum on cultures of neurons, astrocytes, and neuroblastoma cells. J Neurochem. 1985;44(1):143-148.  https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.1985.tb07123.x
  12. Scheiber IF, Dringen R. Copper accelerates glycolytic flux in cultured astrocytes. Neurochem Res. 2011;36(5):894-903.  https://doi.org/10.1007/s11064-011-0419-0
  13. Nicholls P. Formate as an inhibitor of cytochrome c oxidase. Biochem Biophys Res Commun. 1975;67(2):610-616.  https://doi.org/10.1016/0006-291x(75)90856-6
  14. Kapur BM, Baber M. FASD: folic acid and formic acid — an unholy alliance in the alcohol abusing mother. Biochem Cell Biol. 2018;96(2):189-197.  https://doi.org/10.1139/bcb-2017-0079
  15. Букаев О.Н., Сайгина О.А., Малкина Н.В., Юматова Е.В., Слугина О.В. Динамика острых отравлений метанолом и особенности оказания экстренной медицинской помощи в Республике Мордовия. Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. 2019;10(2): 278-282. 
  16. Jacobsen D, McMartin KE. Methanol and ethylene glycol poisonings. Mechanism of toxicity, clinical course, diagnosis and treatment. Med Toxicol. 1986;5(1):309-334.  https://doi.org/10.1007/BF03259846
  17. Johlin FC, Fortman CS, Nghiem DD, Tephly TR. Studies on the role of folic acid and folate-dependent enzymes in humamethanol poisoning. Mol Pharmacol. 1987;31(5):557-561. 
  18. Walling C. Fenton’s reagent revisited. Acc Chem Res. 1975;8(4):125-131.  https://doi.org/10.1021/ar50088a003
  19. Nicholls P. The effect of formate on cytochrome aa3 and on electron transport in the intact respiratory chain. Biochim Biophys Acta Bioenerg. 1976; 430(1):13-29.  https://doi.org/10.1016/0005-2728(76)90218-8
  20. Лужников Е.А. Медицинская токсикология: национальное руководство. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2012.
  21. Alexander AK. Cytochrome c oxidase: Intermediates of the catalytic cycle and their energy-coupled interconversion. FEBS Lett. 2012;9(5):630-639.  https://doi.org/10.1016/j.febslet.2011.08.037
  22. Robinson BH. Human cytochrome oxidase deficiency. Pediatr Res. 2000; 48(5):581-585.  https://doi.org/10.1203/00006450-200011000-00004
  23. Capaldi RA. Structure and function of cytochrome c oxidase. Ann Rev Biochem. 1992;59:569-596.  https://doi.org/10.1146/annurev.bi.59.070190.003033
  24. Arnold S. Cytochrome c Oxidase and Its Role in Neurodegeneration and Neuroprotection. Adv Exp Med Biol. 2012;748:305-339.  https://doi.org/10.1007/978-1-4614-3573-0_13
  25. Березов Т.Т., Коровкин Б.Ф. Биологическая химия: Учебник. 3-е изд., перераб. и доп. М.: Медицина; 1998;248-253. 
  26. Kraut JA, Madias NE. Metabolic acidosis: pathophysiology, diagnosis and management. Nat Rev Nephrol. 2010;6(5):274-285.  https://doi.org/10.1038/nrneph.2010.33
  27. Beal MF, Hyman BT, Koroshetz W. Do defects in mitochondrial energy metabolism underlie the pathology of neurodegenerative disease? Trends Neurosci. 1993;169(4):125-131.  https://doi.org/10.1016/0166-2236(93)90117-5
  28. Дудел Дж., Рюэгг И., Шмидт Р., Яниг В. Физиология человека: В 4-х т. Т. 1. М.: Мир; 1985.
  29. Bellingham AJ, Detter JC, Lenfant CJ. Regulatory mechanisms of hemoglobin oxygen affinity in acidosis and alkalosis. Clin Invest. 1971;50:700-706.  https://doi.org/10.1172/JCI106540
  30. Halperin FA, Cheema-Dhadli S, Chen CB, Halperin M. Alkali therapy extends the period of survival during hypoxia: studies in rats. Am J Physiol. 1996;271(2 Pt 2):R381-7.  https://doi.org/10.1152/ajpregu.1996.271.2.R381
  31. Lowry OH. Energy metabolism in brain and its control. In: Brain work: the coupling of function, metabolism, and blood flow in the brain — proceedings of the Alfred Benzon symposium VII. Copenhagen; 1975;48-64. 
  32. Siddiqui MF, Pinti P, Lloyd-Fox S, Jones EJH, Brigadoi S, Collins-Jones L, Tachtsidis I, Johnson MH, Elwell CE. Regional Haemodynamic and Metabolic Coupling in Infants. Front Hum Neurosci. 2022;4(15):780076. https://doi.org/10.3389/fnhum.2021.780076
  33. Arnold S, Kadenbach B. Cell respiration is controlled by ATP, an allosteric inhibitor of cytochrome c oxidase. Eur J Biochem. 1997;249(1):350-354.  https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1997.t01-1-00350.x
  34. Murphy MP, Brand MD. Variable stoichiometry of proton pumping by the mitochondrial respiratory chain. Nature. 1987;329(6135):170-172.  https://doi.org/10.1038/329170a0
  35. Horvat S, Beyer C, Arnold S. Effect of hypoxia on the transcription pattern of subunit isoforms and the kinetics of cytochrome c oxidase in cortical astrocytes and cerebellar neurons. J Neurochem. 2006;99(3):937-951.  https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2006.04134.x
  36. Boyalla SS, Victor MB, Roemgens A, Beyer C, Arnold S. Gender- and brain region-specific role of cytochrome c oxidase in 1-methyl-4-phenylpyridinium-mediated astrocyte vulnerability. J Neurosci. 2011;89(12):2068-2082. https://doi.org/10.1002/jnr.22669
  37. Misiak M, Beyer C, Arnold S. Gender-specific role of mitochondria in the vulnerability of 6-hydroxydopamine-treated mesencephalic neurons. Biochim Biophys Acta. 2010;1797(6-7):1178-1188. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2010.04.009
  38. Singh S, Misiak M, Beyer C, Arnold S. Cytochrome C oxidase isoform IV-2 is involved in 3-nitropropionic acid-induced toxicity in striatal astrocytes. Glia. 2009;57(14):1480-1491. https://doi.org/10.1002/glia.20864
  39. Lyamina NP, Piljavsky BG. The interval hypoxia training for the treatment of cardiac rhythm disorders in patients with neurocirculatory dystonia. Hypoxia Med J. 1995;1:18-19. 
  40. Boveris A, Chance B. The mitochondrial generation of hydrogen peroxide. General properties and effect of hyperbaric oxygen. Biochem J. 1973;134(3): 707-716.  https://doi.org/10.1042/bj1340707

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.