Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.
Современное понимание эпигенетических механизмов наследования и их роли в эволюционном процессе
Журнал: Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2025;43(4‑2): 6‑20
Прочитано: 125 раз
Как цитировать:
Традиционная парадигма эволюционной биологии, основанная на принципах Современного синтеза (Modern Synthesis), сформированных в середине XX века, рассматривала генетическое наследование как единственный механизм передачи наследственной информации между поколениями [1]. Согласно этой концепции, эволюционные изменения происходят исключительно через изменения в первичной последовательности ДНК, передающиеся от родителей к потомству через половые клетки [2]. Однако накопление эмпирических данных за несколько последних десятилетий существенно расширило наше понимание наследственности, выявив множественные механизмы трансгенерационной передачи информации, не связанные с изменениями в первичной структуре ДНК. Такие механизмы являются предметом исследования современной эпигенетики.
Эпигенетические механизмы наследования представляют собой систему химических модификаций хроматина и ДНК, которые могут влиять на активность генов и их экспрессию без изменения последовательности нуклеотидов [3]. Основными эпигенетическими механизмами являются: метилирование ДНК, посттрансляционные модификации гистонов и регуляция с помощью некодирующих РНК [4]. Эти процессы играют центральную роль в регуляции экспрессии генов, обеспечивающей фенотипическую пластичность и дифференциацию клеток в ходе эмбрионального развития [5]. Долгое время считалось, что эпигенетические механизмы обусловливают лишь адаптивную изменчивость в ответ на факторы внешней среды, однако позднее появились данные о способности некоторых эпигенетических состояний передаваться через клеточные деления и между поколениями, что представляет собой альтернативный механизм наследования и является областью пристального внимания современных исследователей.
Революционные методологические достижения последних двух десятилетий создали инструментарий для точного картирования эпигенетических модификаций на уровне отдельных клеток и тканей с разрешением до одной нуклеосомы (для гистоновых модификаций) или нуклеотида (для ДНК-метилирования), значительно расширив возможности исследования молекулярных основ эпигенетических механизмов [6]. Эти технологии позволяют проводить точное картирование эпигенетических модификаций и изучать их динамику во времени и пространстве, что важно для понимания механизмов трансгенерационного наследования и их эволюционного значения [7].
В данном обзоре рассматривается современное состояние исследований эпигенетических механизмов наследования и их интеграция в эволюционную теорию через призму молекулярных, методологических и теоретических достижений последних десятилетий.
Современная эпигеномика основывается на методах высокопроизводительного секвенирования нового поколения (NGS), которые обеспечивают высочайшее разрешение для анализа пространственно-временной динамики эпигенетических меток и их функциональных последствий [6]. Эти технологии не только подтвердили важность эпигенетических механизмов в регуляции генов в процессе развития организма, но и позволили выявить значительную вариабельность эпигенетических регуляторных механизмов в разных таксонах [3].
В отношении анализа паттернов метилирования ДНК с однонуклеотидным разрешением золотым стандартом является полногеномное бисульфитное секвенирование (WGBS). Метод основан на химической конверсии неметилированных цитозинов в урацил с помощью обработки гидросульфитами, тогда как 5-метилцитозин не подвергается такой модификации. Это позволяет различать метилированные и неметилированные позиции после выравнивания полученных прочтений на референтный геном [8]. Несмотря на высокое разрешение данного метода, он характеризуется рядом ограничений, связанных, во-первых, с высокими требованиями по количеству исходного материала, во-вторых, с высокими требованиями к покрытию (более 100х), что делает его чрезвычайно дорогостоящим. Разработанная в 2021 г. модификация такого метода, энзиматическое метил-секвенирование (Enzymatic Methyl-seq), представляет собой более экономичную альтернативу для анализа CpG-богатых регионов, при этом предполагается не химическая, а ферментативная конверсия неметилированного цитозина в урацил. В таком подходе на первой стадии за счет обработки метилцитозин диоксигеназой 2 (TET2), 5-метилцитозин окисляется в 5-гидроксиметилцитозин, который далее глюкозилируется при помощи бета-глюкозилтрансферазы фага Т4 (T4-BGT). После этого препарат обрабатывается деаминазой APOBEC3A, которая деаминирует цитозин, превращая его в урацил. Метилированные цитозины защищены от деаминирования глюкозным остатком. На стадии секвенирования сравниваются последовательности, обработанные только APOBEC3A или полным ферментативным каскадом TET2+T4-BGT+APOBEC3A: в неметилированных положениях выявляется тимин, а метилированные цитозины сохраняются как цитозины. Такой подход позволяет существенно снизить требования к количеству материала и расширить применение технологии для работы с клиническими образцами, из которых выделение большого количества материала весьма затруднительно [9].
Технологии секвенирования третьего поколения, позволяющие анализировать единичные молекулы, получая так называемые «длинные прочтения» до десятков и сотен тысяч нуклеотидов, существенно расширили возможности эпигенетических исследований, обеспечив прямое картирование метилированных нуклеотидов в сложных участках генома, включая гетерохроматиновые области и протяженные повторы. Подход, реализованный в платформе Pacific Biosciences основан на анализе кинетики полимеразы в реальном времени, что позволяет детектировать модифицированные нуклеотиды без предварительной конверсии с достаточно высокой точностью (>99,9%) [10]. Нанопоровое секвенирование, впервые реализованное в платформе Oxford Nanopore Technologies, оперирует сигналом ионного тока, генерируемым при прохождении нативной молекулы ДНК через нанопоровый канал устройства, что позволяет непосредственно различать как стандартные нуклеотиды, так и модифицированные основания, включая 5-метилцитозин и 5-гидроксиметилцитозин [11]. Эти инструменты открывают новые возможности для по-настоящему комплексного эпигеномного анализа, включая фазированное определение метилированных состояний (то есть определение аллель-специфических паттернов метилирования) [12], а также изучение импринтированных регионов [13] и эпигенетической гетерогенности клеточных популяций [14, 15]. Применение технологий одномолекулярного секвенирования уже ведет к пересмотру функциональных моделей наследуемости эпигенетических меток и дает новые примеры связи между архитектурой хроматина, локальными паттернами метилирования, фенотипической пластичностью и эволюционными процессами [16, 17]. Прогресс в данной области обусловлен развитием независимых методов валидации и совершенствованием алгоритмов обработки сигналов, что позволяет достоверно выделять модифицированные основания среди так называемых «шумов» нативного сигнала секвенатора [18, 19].
Поскольку картирование метилированных нуклеотидов в масштабе всего генома все еще остается весьма дорогостоящим, широкое распространение получают методы анализа метилирования ДНК с ограниченной представленностью (reduced representation sequencing). Эти подходы обладают высокой информативностью при сравнительно невысоких затратах. Одним из наиболее популярных является RRBS (reduced representation bisulfite sequencing), в котором за счет обработки генетического материала эндонуклеазой MspI, чей сайт узнавания попадает на CG-островки, перед проведением бисульфитной конверсии значительно обогащается фракция гиперметилированных областей генома. Этот прием позволяет проводить анализ метилирования с однонуклеотидным разрешением в наиболее функционально значимых CpG-обогащенных регионах генома, например, промоторах и энхансерах, что существенно снижает необходимые объемы секвенирования по сравнению с полногеномными подходами (Meissner et al., 2005). Недавно разработанный подход для энзиматического анализа метилирования (Enzymatic Methyl-seq, см. выше) был успешно применен для анализа обогащенных при помощи MspI фракций генома. Это позволило получить профиль метилирования с однонуклеотидным разрешением в областях генома с потенциально высоким уровнем метилирования, но с минимальными требованиями к количеству исходного материала, что особенно важно при работе с образцами биопсии или эмбриональных клеток (Liu et al., 2025).
Аффинные методы обогащения гиперметилированных областей генома — MeDIP-seq (Methylated DNA Immunoprecipitation Sequencing) и MBD-seq (Methyl-CpG Binding Domain Sequencing) — основаны на взаимодействии конъюгированных с магнитными микрочастицами белков с метилированным цитозином, за счет которого осуществляется их отделение от остальной фракции ДНК. В методе MeDIP-seq используются антитела, строго специфичные к 5-метилцитозину. После фрагментации ДНК ультразвуком (обычно до среднего размера фрагментов в 200—500 нуклеотидов) в реакционную смесь добавляются микрочастицы, на которые садятся фрагменты, несущие метилированные CG-островки, тогда как не несущие метилированный цитозин фрагменты остаются в растворе. После этого гиперметилированные фрагменты смываются с микрочастиц, и из них готовится библиотека для секвенирования. Картирование результатов секвенирования на геном позволяет получить карту распределения гиперметилированных областей в геноме, при этом необходимая глубина секвенирования кратно ниже, чем в случае использования полногеномных подходов. Этот метод позволяет выделять локусы с высокой плотностью метилирования, хорошо подходит для идентификации больших метилированных доменов и широко применяется в исследованиях эпигеномных изменений при опухолевой трансформации, развитии организма и ответа на стресс [20—22]. В то же время разрешающая способность данного подхода ограничена длиной фрагментов ДНК и, кроме того, невозможна дифференциация между полностью и частично метилированными CpG-сайтами внутри одного фрагмента.
Методика MBD-seq использует для обогащения схожий принцип, но гиперметилированные фрагменты ДНК связываются не антителами, а белковым доменом, специфично связывающим метилированные CpG-димеры (например, MBD2). В отличие от MeDIP-seq, такой подход более эффективен для выделения фрагментов с высокой метилированностью цитозинов. У MBD-seq высока воспроизводимость и чувствительность для областей с плотно метилированными CpG-димерами, однако эффективность падает в регионах с низкой плотностью CpG [23, 24].
Оба этих подхода экономичны и технически просты, не требуют химической модификации ДНК, позволяют проводить анализ метилирования, используя малые количества исходного материала, что особенно актуально для проведения клинических исследований. В то же время данные подходы не позволяют картировать метилированные цитозины с однонуклеотидным разрешением и они не всегда способны различать гомозиготное/гетерозиготное метилирование внутри одного фрагмента [25].
Классическим методом для анализа локализации модификаций гистонов в геноме является хроматин-иммунопреципитация с последующим высокопроизводительным секвенированием — ChIP-seq (chromatin immunoprecipitation sequencing). В основе классического варианта ChIP-seq лежит обратимый «кросслинкинг» ДНК с ассоциированными белками при помощи формальдегида. После проведения кросслинкинга осуществляется фрагментация хроматина (обычно ультразвуком), иммунопреципитация с использованием антител к конкретной гистоновой модификации, обратный кросслинкинг и выделение чистой ДНК для создания библиотеки и секвенирования. После картирования данных секвенирования на геном строятся карты распределения гистоновых меток по всему геному с нуклеосомным разрешением [26, 27].
ChIP-seq обладает высокой универсальностью, позволяя анализировать практически любые белки и модификации, на которые доступны специфичные антитела, и активно используется для профилирования эпигенетических ландшафтов, идентификации регуляторных элементов и исследования механизмов регуляции транскрипции. Однако этот метод требует относительно больших количеств клеточного материала, а также харктеризуется высоким «фоном», возникающим в результате недостаточно эффективной иммунопреципитации или нехватки специфичности антител, а протокол включает трудоемкие и нестабильные этапы фрагментации и кросслинкинга [28, 29].
С развитием технологий были предложены более чувствительные и малозатратные протоколы, такие как CUT&RUN (Cleavage Under Targets and Release Using Nuclease) и CUT&Tag (Cleavage Under Targets and Tagmentation), в которых прямое связывание антител с целевыми гистоновыми модификациями и использование микробных эндонуклеаз или Tn5-транспозазы позволяют избежать артефактов кросслинкинга и фрагментации, снизить фоновый сигнал и работать с минимальными количествами материала [30]. В методе CUT&RUN используется специфичное антитело, связывающееся с интересующей модификацией гистона. После связывания с антителами в реакционную смесь добавляется гибридный белок, состоящий из ProteinA (бактериальный белок, связывающий Fc-фрагменты антител) и микрококковой нуклеазы, которая после активации ионами кальция гидролизует молекулу ДНК непосредственно вблизи мишени. Выделенные короткие фрагменты хроматина, содержащие гистоновые модификации, затем очищаются и секвенируются. CUT&RUN позволяет работать с чрезвычайно малыми количествами материала (вплоть до нескольких сотен клеток) и характеризуется низким фоновым сигналом, что существенно повышает применимость и достоверность метода [31, 32]. В CUT&Tag также применяется специфичное антитело против исследуемой гистоновой метки или фактора транскрипции, но для присоединения к антителу используется гибрид белка A (Protein A) или белка G (Protein G), слитый с транспозазой Tn5. Транспозаза осуществляет так называемую «тагментацию» — одновременное разрезание молекулы ДНК с лигированием адаптеров для секвенирования. Это делает протокол еще более быстрым, масштабируемым и идеально подходящим для экспериментов с небольшим количеством материала или даже единичными клетками [33].
В работе F. Ciabrelli et al. (2017) применение методологии CUT&Tag позволило визуализировать и количественно оценить распределение репрессивной метки H3K27me3, ассоциированной с Polycomb-группой белков в геноме Drosophila melanogaster. Авторы продемонстрировали, что альтернативные эпигенетические состояния, отличающиеся распределением метки H3K27me3, могут стабильно передаваться на протяжении нескольких поколений — причем присутствие или отсутствие этих меток напрямую коррелировало с доминантно наследуемыми фенотипами. Таким образом, использование CUT&Tag внесло значимый вклад в доказательство существования стабильного трансгенерационного наследования Polycomb-зависимых эпигенетических состояний у животных [34].
Менее специфичным методом исследования эпигенетических меток является анализ доступности хроматина при помощи ATAC-seq (Assay for Transposase-Accessible Chromatin using sequencing), который позволяет выявлять открытые, транскрипционно-активные участки генома и интегрировать эти данные с картиной расположения регуляторных элементов [35]. В контексте исследований по трансгенерационному эпигенетическому наследованию, ATAC-seq особенно востребован, поскольку благодаря минимальным требованиям к количеству стартового материала и высокой чувствительности позволяет отслеживать изменения в архитектуре хроматина, происходящие под влиянием эпигенетических модификаций и передающиеся между поколениями. Данные, полученные с помощью ATAC-seq, хорошо согласуются с результатами локализации гистоновых меток и метилирования ДНК, формируя целостную картину молекулярных механизмов передачи эпигенетической информации [36, 37].
Значимый прогресс в эпигенетических исследованиях последних лет связан с появлением одноклеточных эпигеномных технологий, позволяющих исследовать гетерогенность эпигенетических признаков на уровне отдельных клеток. Такие методики как scATAC-seq (single-cell Assay for Transposase-Accessible Chromatin using sequencing), snmC-seq2 (single-nucleus methylcytosine sequencing) и scNMT-seq (single-cell nucleosome, methylation and transcription sequencing) делают возможным одновременное профилирование доступности хроматина, метилирования ДНК и транскриптома в каждой клетке [38—40]. Применение этих подходов позволяет более четко распознавать клеточные типы, динамику дифференцировки, а также находить редкие клеточные подгруппы с отличительными эпигенетическими характеристиками, которые могли быть скрыты при анализе многоклеточного пула.
Активно развивающееся направление пространственной эпигеномики становится все более важным в исследованиях механизмов закрепления эпигенетических меток в ходе клеточных делений, поскольку она позволяет анализировать распределение эпиаллелей с сохранением архитектурного и функционального контекста ткани. Такие подходы позволяют отслеживать, как меняются эпигенетические ландшафты в зависимости от архитектуры и морфологии ткани [41]. Благодаря технологиям Visium, Slide-seq и spatial-CUT&Tag стало возможным получать пространственные карты распределения гистоновых модификаций или доступности хроматина и интегрировать эту информацию с топологией различных структур органа или эмбриона [42, 43]. Технологии Visium и Slide-seq используют матрицу с пространственно баркодированными олигонуклеотидами, на которую помещают срез ткани — при секвенировании пространственный баркод (специфическая последовательность нуклеотидов) однозначно указывает на положение исходной клетки на срезе [42, 44]. С помощью spatial-CUT&Tag становится возможным выявление топографии гистоновых модификаций (например, H3K27me3, H3K4me3) непосредственно в морфологически охарактеризованных срезах, что особенно ценно для изучения тканеспецифических программ сайленсинга и активации генов в развитии и патологии [45].
В эволюционном разрезе такие пространственные методы критически важны для выявления консервативных и дивергентных паттернов регуляции, определения локальных «ниш» эпигенетических клеточных состояний и анализа того, как архитектурная организация тканей и органов может влиять на закрепление или исчезновение определенных эпигенетических программ. Такой подход особо актуален для изучения фенотипической пластичности, реконструкции эволюции тканевых структур и поиска эпигенетических изменений, лежащих в основе появления новых морфологических или функциональных особенностей в онто- и филогенезе [46].
Развитие эпигеномики сопровождается масштабным ростом объемов и типов данных, что требует сложных биоинформатических подходов для их обработки и интерпретации. Интеграция разнородных «-омиксных» данных (метилирование, гистоновые модификации, транскриптомика) уже невозможна без специализированного ПО, масштабируемых вычислительных кластеров и продвинутых статистических алгоритмов [47, 48]. Современные облачные платформы (Google Cloud, DNAnexus, Terra и др.) стандартизированы для хранения и параллельной обработки петабайтных коллекций как сырых, так и обработанных данных, что позволяет реализовывать полногеномное профилирование эпигенетическаих меток и интеграцию мультиомиксных данных для тысяч биологических образцов в одном эксперименте [49].
Большое число доступных и открытых инструментов позволяет проводить полный анализ данных секвенирования, и интеграцию ChIP-seq, ATAC-seq, данных бисульфитного секвенирования и транскриптомики для построения комплексных эпигенетических карт [50—52]. Машинное обучение и глубокие нейронные сети применяются для автоматической классификации эпигенетических сигнатур, поиска закономерностей в больших выборках, а модели нового поколения — такие как Enformer и EPInformer — позволяют учитывать влияние удаленных регуляторных элементов и эпигенетических модификаций на уровень экспрессии генов [53, 54].
Суммируя вышесказанное, можно с уверенностью заключить, что современные методологические достижения в эпигеномике позволили значительно трансформировать наше понимание роли эпигенетических механизмов в эволюции, обеспечивая инструменты для точного анализа молекулярных основ трансгенерационного наследования и их эволюционного значения. Эти технологии не только подтверждают теоретические предсказания о роли эпигенетических систем в наследственности, но и выявляют новые аспекты эпигенетической регуляции, которые могут фундаментально изменить наше понимание эволюционных процессов и механизмов адаптации.
Интеграция данных об эпигенетических механизмах в современную эволюционную теорию требует пересмотра традиционных представлений о природе наследственности и адаптации. Если ранее генетическая передача информации между поколениями рассматривалась как единственная основа эволюции, то в настоящее время «Теория расширенного эволюционного синтеза» (Extended Evolutionary Synthesis) предполагает, что механизмы эпигенетического наследования являются «равноправными партнерами» классических механизмов наследственности, основанных на первичной последовательности ДНК [55, 56]. Концепция инклюзивного наследования признает множественные механизмы передачи информации между поколениями, включая передачу как от зародышевой клетки к зародышевой клетке (классический механизм), так и передачу от соматической клетки к зародышевой [57]. Эта концепция объясняет возможности наследования приобретенных характеристик, что частично реабилитирует идеи Жана-Батиста Ламарка о наследовании приобретенных признаков [58].
В то же время описание эпигенетического наследования как ламаркистского процесса является исторически некорректным и научно бесполезным. Современные эпигенетические системы понимаются как эволюционные конструкции, то есть продукты естественного отбора, что кардинально отличается от исторических ламаркистских теорий [59]. Более того, адаптивное значение эпигенетического наследования остается дискуссионным вопросом, поскольку большинство хорошо установленных трансгенерационных эффектов не являются адаптивными в смысле подготовки будущих поколений к изменяющимся условиям среды [60]. Популяционно-генетические анализы эпигенетической изменчивости выявляют крайне слабые селективные эффекты вариации метилирования ДНК, что предполагает нейтральность большей части эпигенетической изменчивости в глобальном эволюционном процессе [61].
Итак, современные данные свидетельствуют о том, что эпигенетическая изменчивость может вносить как прямой, так и косвенный вклад в эволюционные процессы [1]. Прямое влияние реализуется через передачу эпигенетических вариантов (эпиаллелей) между поколениями, которые могут подвергаться естественному отбору аналогично традиционным аллелям, основанным на первичной последовательности ДНК [2]. Так, например, метилирование ДНК увеличивает частоту цитозиновых транзиций, создавая направленное мутационное давление [62], а подавление транспозонов через siRNA и гистоновые модификации снижают геномную нестабильность [63]. При этом, однако, прямой эпигенетический вклад эпигенетических механизмов в эволюционный процесс ограничен: у млекопитающих волны репрограммирования в зародышевой линии существенно снижают стабильность эпигенетических меток [64, 65], а популяционно-генетические модели показывают, что эпиаллели с низкой стабильностью вносят незначительный вклад в долгосрочную адаптацию [66]. Исследования природных популяций Arabidopsis thaliana выявили, что лишь часть наследуемых эпигенетических маркеров коррелирует с фенотипической изменчивостью [67, 68].
Косвенное воздействие осуществляется через усиление фенотипической пластичности и фенотипической дисперсии, что модулирует эффект естественного отбора на генетическую изменчивость [69]. Особенно важным является то, что скорость спонтанных эпимутаций существенно превышает скорость генетических мутаций, создавая дополнительную наследуемую изменчивость, которая может способствовать адаптации. Так, если условия окружающей среды, вызвавшие возникновение эпимутаций сохраняются, естественный отбор может впоследствии закрепить эти адаптивные фенотипы через генетическую ассимиляцию — отбор на генетические варианты, стабильно воспроизводящие «адаптивный» эпигенетический фенотип [2, 70]. Одним из перспективных направлений в исследовании этой проблемы является изучение роли эпигенетических механизмов в генетической ассимиляции, когда фенотипическая пластичность, обусловленная эпигенетическими механизмами, предшествует генетической фиксации [71]. Также активно развиваются исследования коэволюции генетических и эпигенетических систем регуляции [72] и роли эпигенетических конфликтов в видообразовании [73].
Таким образом, интеграция эпигенетики в эволюционную теорию не отменяет принципов естественного отбора, но существенно расширяет понимание источников наследственной изменчивости и темпов адаптации, а также оставляет значительный простор для дальнейших исследований [56, 60, 74]. Далее рассмотрим состояние современных данных по каждому из вышеперечисленных аспектов влияния эпигенетических механизмов на эволюционный процесс.
Трансгенерационное эпигенетическое наследование определяется как передача эпигенетических меток и модификаций от одного поколения к последующим без изменения первичной структуры ДНК [75]. Данный феномен наиболее убедительно продемонстрирован у растений, где отсутствие четко выделенной зародышевой линии клеток, то есть формирование гамет из меристематических тканей взрослого растения позволяет наследовать эпигенетические метки, возникшие в ответ на средовые факторы [64]. У животных процессы эпигенетического репрограммирования во время гаметогенеза и раннего эмбриогенеза осложняют передачу приобретенных эпигенетических модификаций в половые клетки [76]. К настоящему моменту молекулярные доказательства трансгенерационного наследования эпигенетических модификаций получены главным образом для модельного растения Arabidopsis thaliana и модельной нематоды Caenorhabditis elegans, обладающей значительно более простой организацией по сравнению с млекопитающими [77, 78]. На данный момент механизмы такого наследования остаются предметом интенсивных исследований.
Молекулярная архитектура эпигенетического наследования между поколениями основывается на трех ключевых системах эпигенетических модификаций: метилировании ДНК, посттрансляционных модификациях гистонов и регуляции экспрессии генов с помощью некодирующих РНК. Эпигенетические механизмы значительно варьируют между видами, имея более ограниченную способность к трансгенерационному наследованию у млекопитающих по сравнению с растениями и другими группами животных [79].
Метилирование ДНК представляет собой наиболее изученный и эволюционно консервативный механизм эпигенетической модификации, включающий ковалентное присоединение метильной группы к цитозину в CpG-динуклеотидах [80—82]. У позвоночных и растений метилирование ДНК играет центральную роль в транскрипционной регуляции и обладает наибольшим потенциалом для формирования трансгенерационно наследуемых фенотипов. Молекулярные механизмы поддержания паттернов метилирования при делении клеток основаны на активности ДНК-метилтрансферазы DNMT1, которая распознает гемиметилированную ДНК и метилирует вновь синтезированную цепь ДНК [83]. Эта система обеспечивает точное воспроизведение паттернов метилирования через клеточные деления и создает молекулярную основу для наследования эпигенетических состояний.
Наиболее достоверные данные в этой области получены для растений. Эпигенетические рекомбинантные инбредные линии (epiRILs) Arabidopsis thaliana, созданные скрещиванием мутантов с дефектами метилирования ДНК с диким типом, демонстрируют стабильное наследование различных профилей метилирования до восьмого поколения (F8) без изменений последовательности ДНК [84, 85]. Другие описанные эпиаллели, такие как метилирование промотора FWA, вызывающее позднее цветение, или изменение метилирования гена Lcyc у Linaria vulgaris, приводящее к изменению симметрии цветка, наследуются независимо от генетических вариаций [86, 87]. У апомиктических одуванчиков Taraxacum officinale описано стресс-индуцированное изменение метилирования ДНК, которое наследовалось трансгенерационно, привнося значительный вклад в фенотипическую изменчивость [88].
У млекопитающих доказательства трансгенерационного наследования эпиаллелей менее однозначны из-за двух волн эпигенетического репрограммирования: в примордиальных зародышевых клетках и раннем эмбриогенезе, которые стирают большинство эпигенетических меток [64, 89]. Одним из примеров экспериментального подтвержденного трансгенерационного наследования эпиаллелей у млекопитающих являются классические метастабильные аллели мышей Agouti viable yellow (Avy) и Axin fused (AxinFu), которые демонстрируют вариабельную экспрессию у генетически идентичных особей из-за инсерций ретротранспозонов семейства интрацистернальных A-частиц (IAP) вблизи соответствующих генов. Это приводит к различным уровням CpG-метилирования у разных особей и фенотипически проявляется в изменении окраски шерсти у мышей Avy или изменении степени изгиба хвоста у мышей AxinFu, которые могут наследоваться через поколения [90, 91]. Однако более масштабное исследование, в котором применялось полногеномное бисульфитное секвенирование, выявило ограниченность этого феномена: среди всех кандидатных вариабельно метилированных IAP-локусов лишь один продемонстрировал родительское наследование паттерна метилирования [92].
Современные исследования в области анализа метилома на популяционном уровне выявляют крайне слабые селективные эффекты вариации метилирования ДНК, что предполагает нейтральность большей части эпигенетической изменчивости [93—95]. Геномные паттерны ДНК-метилирования не являются консервативными даже между близкородственными видами, что указывает на высокую эволюционную пластичность этой системы. При этом стоит отметить, что наименее консервативным является метилирование последовательностей в экзонах и интронах генов, которое слабо ассоциировано с экспрессией генов, в противоположность ассоциированным с репрессией транскрипции промотерным областям [96—98].
Посттрансляционные модификации гистонов составляют вторую основную систему эпигенетических меток, включающую ацетилирование, метилирование, фосфорилирование и убиквитинилирование специфических аминокислотных остатков в N-терминальных доменах гистонов H3 и H4 [99]. Эти модификации создают платформу для многофакторных взаимодействий, которые приводят либо к открытию, либо к компактизации хроматина. Открытый хроматин (эухроматин) ассоциирован с высоким уровнем экспрессии генов, тогда как компактный хроматин (гетерохроматин) является репрессивным. Критически важными для трансгенерационного наследования являются модификации H3K9me3 и H3K27me3, которые обладают потенциалом передаваться через митоз [100, 101]. Триметилирование гистона H3 по лизину 9 (H3K9me3) является маркером конститутивного гетерохроматина, компактных областей генома, содержащих повторяющиеся последовательности и формирующихся во многих типах клеток в центромерных и теломерных областях [102].
Ключевым механизмом наследования гистоновых модификаций является сегрегация родительских нуклеосом во время репликации ДНК. Эукариотическая ДНК упакована в хроматин, элементарной единицей которого является нуклеосома, представляющая собой гистоновый октамер, включающий две копии каждого из четырех гистонов H2A, H2B, H3 и H4 [103]. Механизм передачи гистоновых модификаций через клеточные деления основан на уникальном свойстве ферментов, депонирующих метильные группы на лизин27 (H3K27me2/3) или лизин9 (H3K9me3) гистона H3. Эти ферменты — поликомб-репрессивный комплекс 2 (PRC2) для H3K27me3 и SUV39H1/2 для H3K9me3 — обладают способностью к самоподдержанию и распространению модификаций через петли положительной обратной связи, где один домен белка (reader) распознает существующие метки и активирует каталитический домен (writer), который осуществляет аналогичные модификации соседних гистонов [104—106]. Этот процесс обеспечивает достаточно точное восстановление статуса хроматиновых доменов после репликации ДНК, где родительские гистоны служат шаблоном для модификации вновь синтезированных нуклеосом.
Важно отметить, что не все гистоновые модификации являются эпигенетически наследуемыми. Гистоновые модификации, ассоциированные с активным эухроматином, такие как ацетилирование H3K9 или H3K27 (H3K9ac и H3K27ac), а также метилирование H3K4, H3K36 и H3K79 (H3K4me, H3K36me и H3K79me), способствуют процессу транскрипции, но не поддерживаются через клеточные деления [107, 108].
Некодирующие РНК, включающие малые интерферирующие РНК (siRNA), микроРНК (miRNA) и длинные некодирующие РНК (lncRNA) относятся к третьей группе эпигенетических механизмов [109]. Особенно хорошо охарактеризованным примером эпигенетического наследования на основе нкРНК является система наследуемой ядерной РНК-интерференции у модельной нематоды C. elegans [110, 111]. В этой системе малые РНК, синтезируемые РНК-зависимыми РНК полимеразами, рекрутируют белки семейства Argonaute к определенным генам, в результате чего происходит подавление экспрессии (транскрипции) и распространение в целевом локусе эпигенетических меток репрессированного хроматина, таких как H3K9me3 [112]. Малые РНК могут наследоваться при делении клеток и инициировать восстановление эпигенетических меток даже после их стирания, обеспечивая тем самым долговременное наследование состояния хроматина [110]. Таким образом амплификация малых РНК обеспечивает реконструктивный механизм эпигенетического наследования хроматиновых меток.
Трансгенерационное наследование у C. elegans осуществляется через амплификацию малых РНК (22G-РНК), взаимодействующими с эффекторным комплеком Argonaute, который индуцирует H3K9me3-опосредованную репрессию экспрессии генов [112, 113]. Экспериментально показано, что контакт C. elegans с патогенными бактериями индуцирует проявления избегающего поведения, которые наследуются до F4 поколения за счет siRNA-опосредованного сайленсинга гена maco-1, участвующего в функционировании сенсорных нейронов, ответственных за хемотаксис и поведенческие реакции на химические стимулы [114, 115], а голодание запускает наследование эндогенных siRNA, регулирующих гены питания, в течение трех поколений [116].
Ключевым моментом в эпигенетическом наследовании является различие между интергенерационными и трансгенерационными эффектами. Интергенерационное наследование наблюдается, когда изменения, вызванные воздействием среды, передаются непосредственно потомству, однако это не всегда свидетельствует о настоящем эпигенетическом наследовании. О трансгенерационном эффекте говорят лишь тогда, когда эпигенетические изменения сохраняются и в последующих поколениях, которые сами не подвергались исходному воздействию. У млекопитающих это означает, что для самцов признаком трансгенерационности будет сохранение эффекта с поколения F2, а для самок — с F3, поскольку воздействие на беременную самку затрагивает и развивающийся плод, и его зародышевую линию [2, 64]. Экспериментальные подтверждения трансгенерационного наследования эпигенетических меток на молекулярном уровне получены главным образом для модельных организмов Arabidopsis thaliana и Caenorhabditis elegans [117, 118]. При этом современные исследования показывают, что большинство хорошо установленных трансгенерационных эффектов не являются адаптивными в смысле подготовки будущих поколений к изменяющимся условиям среды [60].
Важно отметить, что целый ряд описанных в литературе явлений, свидетельствующих в пользу трансгенерационного наследования эпигенетических меток, может возникать косвенно. Так, еще одним из примеров является воздействие фунгицида винклозолина, запрещенного в настоящий момент к применению по причине антиандрогенного эффекта, на трансгенерационное наследование патологий. Исследования на крысах показали, что пренатальное воздействие винклозолина приводит к развитию заболеваний семенников, простаты и почек в поколении F3, сопровождающемуся изменениями в профилях метилирования ДНК и экспрессии некодирующих РНК в сперме [119]. При этом, нельзя не учитывать, что наблюдаемые ассоциации между эпигенетическими изменениями и фенотипами не исключают альтернативных объяснений, включая косвенные эффекты через изменения в материнском поведении, пренатальных гормональных ландшафтах или метаболических состояниях, которые могли бы влиять на потомство независимо от прямой передачи эпигенетических меток через половые клетки [120, 121].
В настоящее время исследование эпигенетического наследования у позвоночных все еще остается сильно ограниченным сложностью разделения генетических и эпигенетических эффектов. В исследованиях на человеке, по очевидным причинам, невозможно полностью исключить генетические вариации, а в моделях на грызунах контроли ограничены [64]. Показано, что метилирование эпиаллелей у мышей подвержено влиянию генетического фона, например, группы генов, кодирующих транскрипционные факторы, содержащие домены KRAB-цинковых пальцев [122, 123], а воспроизводимость результатов между популяциями остается низкой [124].
Эпигенетическая изменчивость может усиливать фенотипическую пластичность, позволяя организмам быстрее реагировать на изменения среды и тем самым повышая их адаптивный потенциал [2, 125]. Частота эпимутаций существенно выше, чем частота генетических мутаций, что обеспечивает быстрый источник новой наследуемой изменчивости, способной поддерживать адаптацию в условиях нестабильной среды [126]. В некоторых случаях эпигенетические изменения могут предшествовать генетическим, выступая в качестве промежуточного этапа на пути к устойчивой генетической адаптации — этот процесс известен как генетическая ассимиляция [127, 128]. При этом далеко не все эпигенетические изменения могут иметь адаптивное значение. Большая часть эпигенетических изменений может быть нейтральной или даже вредной, и лишь малая доля способна поддерживаться отбором и приводить к долгосрочным эволюционным изменениям [60, 126]. Тем не менее, даже кратковременное наследование эпигенетических состояний способно модулировать эволюционные траектории популяций, особенно в условиях ограниченной генетической изменчивости или при быстрых изменениях [2, 129].
Теоретические модели предсказывают, что наследование индуцированных средой эпигенетических состояний эволюционно выгодно, если условия среды остаются предсказуемыми между поколениями, и родительская среда служит надежным сигналом для потомства [75, 130]. Так, в растительных системах, таких как Arabidopsis thaliana, эпигенетические рекомбинантные инбредные линии (epiRILs) демонстрируют наследование стресс-индуцированных паттернов метилирования ДНК до восьмого поколения, что коррелирует с улучшенной выживаемостью в условиях засоления и засухи [68, 84, 85]. Естественные эпиаллели, такие как изменение симметрии цветка у Linaria vulgaris из-за метилирования гена Lcyc, наследуются независимо от генетических вариаций и обеспечивают локальную адаптацию к опылителям [87]. У апомиктических одуванчиков (Taraxacum officinale) стресс-индуцированные изменения метилирования ДНК сохраняются в потомстве, повышая устойчивость к патогенам и абиотическим стрессорам без изменения ДНК-последовательности [82, 88]. Аналогичные результаты были получены для клональных популяций Fallopia, где уровень эпигенетической изменчивости значительно превышал уровень генетической изменчивости, причем эти различия сохранялись даже при выращивании растений в общем саду [131].
Для животных также существует немало примеров подобных явлений. Так, например, у нематод C. elegans система РНК-интерференции опосредует адаптивное наследование поведенческих реакций: воздействие патогенных бактерий индуцирует избегающее поведение, наследуемое до четвертого поколения через siRNA-зависимый сайленсинг гена maco-1, что повышает выживаемость потомства в зараженной среде [132, 133]. Голодание запускает наследование эндогенных siRNA, регулирующих гены метаболизма, что обеспечивает энергетическую экономию в условиях дефицита пищи [116]. В экспериментах с дрожжами показано, что эпигенетическое сайленсирование гена URA3 ускоряет появление адаптивных генетических мутаций под действием отбора, что иллюстрирует промежуточную роль эпигенетических изменений в процессе генетической ассимиляции [134]. У Drosophila melanogaster эпигенетические механизмы регулируют репродуктивную пластичность и диапаузу в ответ на изменения температуры, что способствует выживанию в неблагоприятных условиях [135, 136].
При этом, имеющиеся доказательства адаптивности эпигенетического наследования для млекопитающих менее однозначны. Хотя показано, что гиперметилирование локуса Agouti у мышей, вызванное диетой с высоким содержанием метильных доноров, ассоциировано со снижением риска ожирения и диабета у потомства, все же большинство эпигенетических изменений у млекопитающих носит нейтральный характер [137—139]. Популяционно-генетические анализы выявляют слабые селективные эффекты вариации метилирования ДНК, а высокая скорость обратных эпимутаций ограничивает долгосрочную адаптивную значимость [126, 129]. В последних экспериментах с направленным эпигенетическим редактированием у мышей показано, что модификация метилирования CpG-островков может наследоваться через поколения и влиять на фенотипы, связанные с метаболизмом, однако наследование этих изменений зависит от конкретного локуса и носит вариабельный характер [140].
Интересно, что, эпигенетические эффекты могут проявляться не только через материнскую, но и через отцовскую линию, что расширяет представления о роли родительских эффектов в наследственности [75, 141]. Например, у мышей диета с высоким содержанием метильных доноров у самцов приводила к изменению фенотипов потомства, что связано с передачей эпигенетических меток через сперматозоиды [142, 143]
Таким образом, эпигенетическое наследование может способствовать краткосрочной адаптации в стабильных или предсказуемо меняющихся средах, однако его вклад в долгосрочную эволюцию ограничен [60, 75]. В популяциях с низким генетическим разнообразием или у клональных организмов эпигенетическая изменчивость играет важную роль в поддержании фенотипической дисперсии и адаптивного потенциала [131, 144].
Суммируя вышесказанное, можно заключить, что интеграция эпигенетических механизмов в последующие эволюционные модели позволит более полно понять природу наследственности и адаптации, осознавая важность не только генетических, но и эпигенетических факторов в формировании фенотипического разнообразия и эволюции популяций [55, 56, 60].
Современные исследования эпигенетических механизмов наследования кардинально изменили представления о наследственности и эволюционных процессах, продемонстрировав, что эпигенетическая изменчивость является неотъемлемой частью наследуемой фенотипической дисперсии. Накопленные данные подтверждают, что метилирование ДНК, модификации гистонов и регуляторные РНК формируют дополнительный уровень наследственной изменчивости, который тесно взаимодействует с генетической системой и влияет на адаптивные траектории популяций [64, 79]. Особенно важным является вклад эпигенетических механизмов в фенотипическую пластичность, позволяя организмам быстро реагировать на изменения среды. В то же время адаптивное значение трансгенерационного наследования остается дискуссионным: хотя у растений и нематод эпигенетические механизмы явно способствуют краткосрочной адаптации [82, 115], у млекопитающих доказательства ограничены из-за репрограммирования эпигенома в зародышевой линии [93, 145]. Популяционно-генетические исследования выявляют слабые селективные эффекты вариации метилирования ДНК, что предполагает нейтральность большей части эпигенетической изменчивости [2]. Тем не менее, даже при ограниченной трансгенерационной стабильности эпигенетические метки играют критическую роль в онтогенетической пластичности, модулируя фенотипические траектории в течение жизни организма.
Методологические вызовы включают сложность разделения генетических и эпигенетических эффектов, поскольку эпигенетическая изменчивость тесно связана с генетическим фоном [61, 146, 147]. Стандартизация протоколов эпигеномных исследований и развитие мультиомиксных подходов позволят точнее оценивать вклад эпигенетики в фенотипическую дисперсию [148, 149]. Особенно перспективны методы направленного эпигенетического редактирования (CRISPR-dCas9), которые обеспечивают функциональную валидацию причинно-следственных связей между эпигенетическими модификациями и фенотипами [150, 151].
Перспективы исследований связаны с изучением роли эпигенетики в генетической ассимиляции, когда фенотипическая пластичность, обусловленная эпигенетикой, предшествует генетической фиксации адаптивных признаков [71, 129]. Важное направление — анализ влияния эпигенетических барьеров на репродуктивную изоляцию, особенно в гибридных зонах, где нарушение эпигенетического сайленсинга транспозонов может приводить к геномным конфликтам и вести к видообразованию [73, 152]. Также актуальны исследования коэволюции генетических и эпигенетических систем регуляции, которые раскрывают механизмы взаимной регуляции геномных и эпигеномных элементов в ходе эволюции [61].
Интеграция эпигенетики в теорию Расширенного эволюционного синтеза (EES) подчеркивает необходимость пересмотра традиционных моделей наследственности, признавая множественные каналы передачи информации между поколениями [55, 56]. Дальнейшие исследования должны фокусироваться на сравнительной эпигеномике для выявления консервативных и дивергентных молекулярных механизмов, а также на разработке количественных моделей, учитывающих вклад эпигенетики в эволюционные процессы [1, 153, 154].
В целом можно заключить, что, несмотря на значительный прогресс последних лет, связанный с технологическим рывком, современное состояние понимания роли эпигенетических механизмов в эволюционном процессе представляет широкий простор для деятельности новых поколений исследователей.
Финансирование работы. Работа проведена в рамках выполнения государственного задания НИЦ «Курчатовский институт».
СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Литература / References:
Подтверждение e-mail
На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.
Подтверждение e-mail
Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.
