Введение
Острый лимфобластный лейкоз из B-линейных предшественников (ВП-ОЛЛ) является группой заболеваний, характеризующихся неконтролируемой пролиферацией злокачественных гемопоэтических предшественников в костном мозге. Диагноз ВП-ОЛЛ устанавливается на основании морфологической диагностики, а также иммунофенотипирования, однако для классификации согласно критериям Всемирной организации здравоохранения, необходимо уточнение генетического варианта ВП-ОЛЛ с помощью цитогенетических и молекулярно-генетических методов [1].
Транслокация t(12;21)(p13;q22), ведущая к образованию химерного гена ETV6::RUNX1, встречается приблизительно в четверти случаев ВП-ОЛЛ у детей и является одной из наиболее распространенных генетических аномалий. Ее выявление ассоциируется с благоприятным исходом заболевания [2—4]. Однако образование транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 не сопровождается видимыми изменениями морфологии хромосом, а, следовательно, она не может быть обнаружена при стандартном цитогенетическом исследовании. Для ее детекции необходимо выполнение полимеразной цепной реакции с предшествующей обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР) или флуоресцентной гибридизации in situ (FISH) [5—9].
Вместе с тем, при диагностике острого лейкоза одной из основных технологий исследования является иммунофенотипирование опухолевых клеток методом проточной цитометрии [1]. Для иммунофенотипической классификации ВП-ОЛЛ европейской группы по иммунологической характеристике лейкозов (EGIL) достаточно минимальной диагностической панели, позволяющей верифицировать B-линейную направленность опухолевых клеток по наличию антигенов CD19, CD22, CD79a и определить стадию дифференцировки по экспрессии антигенов CD10 и легкой цепи иммуноглобулина IgM [10]. Использование более широкой панели моноклональных антител к различным антигенам позволяет составить детализованный иммунофенотип опухолевых клеток, что может быть использовано как для дальнейшего мониторинга минимальной остаточной болезни в процессе терапии, так и для поиска прогностически значимых маркеров.
Результаты иммунофенотипирования могут предсказывать наличие определенных генетических аберраций в опухолевых клетках. Ранее было показано, что экспрессия некоторых антигенов на опухолевых клетках у пациентов с ВП-ОЛЛ ассоциирована с различными цитогенетическими или молекулярно-генетическими маркерами, например: NG2 — с перестройками 11q23/KMT2A [11—15], CD123 — с высокой гипердиплоидией [16, 17], CD66c — с химерным геном BCR::ABL1 [18, 19], рецепторов к тимическому стромальному лимфопоэтину (TSLPr) — с перестройками гена CRLF2 [20, 21], CD371 — с перестройками DUX4 [22], CD27 — с химерными генами ETV6::RUNX1, BCR::ABL1 [23], снижение экспрессии CD9, CD44 — с химерным геном ETV6::RUNX1 [24—27].
CD27 входит в семейство рецепторов фактора некроза опухоли и является одной из ключевых ко-стимуляторных молекул, задействованных в T-клеточной активации. Ее лигандом служит молекула CD70. В норме передача сигнала через CD27 усиливает пролиферацию и дифференцировку наивных T-клеток в T-клетки эффекторы и T-клетки памяти [28, 29].
CD44 — трансмембранный гликопротеин, не обладающий киназной активностью, и экспрессирующийся на эмбриональных стволовых клетках и многих других типах клеток, включая соединительную ткань и костный мозг. Главным лигандом для CD44 является молекула гиалуроновой кислоты, одна из основных компонентов внеклеточного матрикса, синтезирующаяся стромальными и опухолевыми клетками. Связывание с лигандом запускает сигнальный каскад, приводящий к пролиферации, адгезии и миграции клеток [30, 31].
На неопухолевых CD10-позитивных предшественниках B-клеток по мере дифференцировки последовательно претерпевает изменения экспрессия CD27 и CD44. Наиболее незрелые клетки имеют только экспрессию CD27, затем наступает стадия дубль-позитивной экспрессии CD27 и CD44, следом за ней — стадия одиночной экспрессии CD44 и, наконец, стадия с утратой экспрессии обоих антигенов [32, 33]. В нормальных условиях дифференцировка B-клеток подразумевает снижение экспрессии CD27, чего не происходит при наличии транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 [34].
Полученные нами ранее данные показали, что сочетание гетерогенной экспрессии CD34 и наличия экспрессии CD117 обладало высокой специфичностью (99,6%) для предсказания наличия t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1, но — одновременно с этим — низкой чувствительностью. Так как данное сочетание выявлялась только у четверти пациентов с ETV6::RUNX1 [35].
Цель исследования — оценить возможность прогнозирования наличия транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 методом проточной цитометрии с использованием антигенов CD27 и CD44 у детей с острым лимфобластным лейкозом из B-линейных предшественников (ВП-ОЛЛ).
Материал и методы. Исследование проведено на базе Центра детской онкологии и гематологии в лаборатории молекулярной биологии, иммунофенотипирования и патоморфологии Государственного автономного учреждения здравоохранения Свердловской области «Областная детская клиническая больница» (Екатеринбург) в период с июня 2020 г. по июль 2022 г. В исследование включено 437 пациентов с ВП-ОЛЛ в возрасте от 1 до 17 лет включительно. Исследуемые образцы костного мозга были получены до начала проведения специфической терапии. Срок транспортировки биоматериала не превышал 48 ч. Диагноз ОЛЛ устанавливался на основании стандартных цитологических и цитохимических критериев Франко-Американской-Британской группы (FAB), дополненных результатами иммунофенотипирования [36].
Иммунофенотипирование опухолевых клеток проводилось на приборе BD FACSCanto II (BD Biosciencies, США) методом 8-цветной проточной цитометрии. Пользовательская настройка прибора и ежедневный контроль качества осуществлялся с помощью микрочастиц Cytometer Setup & Tracking (BD Biosciencies, США) Для расчета параметров компенсационной матрицы использовались микрочастицы CompBeads (BD Biosciencies, США). Используемая панель моноклональных антител приведена в табл. 1. Пробоподготовка образцов костного мозга проводилась по методике «окрашивание-лизис-отмывка». Накопление событий, выделение региона бластных клеток, анализ и интерпретация экспрессии антигенов проводилась в соответствии со стандартом российско-белорусской кооперативной группы по иммунофенотипированию острого лимфобластного лейкоза у детей [37]. При определении более 20% клеток, экспрессирующих какой-либо исследуемый антиген, популяция считалась позитивной по данному антигену [37].
Таблица 1. Перечень использованных моноклональных антител
| Флуорохром | Производитель | ||
| BD Biosciences | Beckman Coulter | Thermo Fisher scientific | |
| FITC | CD58, CD64, CD123, Lambda | CD58, CD66c | Lysozyme |
| PE | CD10, CD13, CD22, CD304, CD371, NG2, MPO, Kappa | ||
| PerCP | CD45 | ||
| PE-Cy7 | CD19, CD22, CD34 | ||
| APC | CD19, CD33, CD79a, IgM | CD79a | TSLPr |
| APC-H7 | CD9, CD14, CD20, CD28 | ||
| BV421 | CD10, CD22, CD27, CD117 | ||
| BV510 | CD11c, CD15, CD44, CD86 | ||
Всем пациентам было выполнено исследование методом гнездной ОТ-ПЦР для определения следующих химерных транскриптов: ETV6::RUNX1, KMT2A::AFF1, TCF3::PBX1, KMT2A::MLLT3, KMT2A::MLLT1, BCR::ABL1. Цитогенетическое исследование клеток костного мозга проводилось путем культивирования клеток в течение 24 ч. Препараты окрашивали G-методом с предварительной обработкой трипсином. В большинстве случаев анализировали не менее 20 метафазных пластинок. Кариотипирование выполняли в соответствии с международной номенклатурой хромосом человека [38]. Определение транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 методом FISH проводилось всем пациентам, независимо от результатов иных методов исследования, с использованием зонда XL t(12;21) ETV6/RUNX1 Dual Fusion (Metasystems, Германия) в соответствии с рекомендациями производителя.
Для определения порогового уровня экспрессии CD27 и CD44 был проведен ROC-анализ с использованием программы Analyse-it (Analyse-it Software Ltd, Великобритания). Среднюю интенсивность флуоресценции (MFI) рассчитывали с помощью программного обеспечения Kaluza Analysis 2.1 (Beckman Coulter, США). Статистическую значимость различий определяли с помощью непараметрических критериев Манна—Уитни и c2 с поправкой Йетса. Достоверными считали различия при p<0,05. Произведен расчет показателей чувствительности (Чувст.), специфичности (Спец.), предсказательной ценности положительного (ПЦ+) и отрицательного результатов (ПЦ–), отношение правдоподобия положительного (ОП+) и отрицательного (ОП–) результатов теста, отношение диагностических шансов (ОДШ) для определения наличия t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1. Добровольное информированное согласие на проведение диагностических исследований получено во всех случаях.
Результаты
Транслокация t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 была обнаружена у 117 из 437 (26,6%) пациентов с ВП-ОЛЛ. Случаев расхождения результатов ОТ-ПЦР и FISH не зафиксировано. Из 117 ETV6::RUNX1-позитивных пациентов у 2 (1,7%) выявлен BIII иммунологический вариант ОЛЛ, у остальных 115 (98,3%) — BII вариант ОЛЛ. Среди 320 пациентов без транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 было 11 (3,4%) случаев BI варианта ОЛЛ, 293 (91,5%) случаев BII варианта ОЛЛ, 11 (3,4%) случаев BIII варианта ОЛЛ и 6 (1,7%) случаев BIV варианта ОЛЛ.
Экспрессия антигена CD27 была определена в 114 (97,4%) из 117 случаев ВП-ОЛЛ с наличием химерного транскрипта ETV6::RUNX1 и в 77 (24,0%) из 320 случаев при отсутствии ETV6::RUNX1 (p<0,001). Экспрессия антигена CD44 была определена в 46 (39,3%) из 117 случаев ВП-ОЛЛ с ETV6::RUNX1 и в 305 (95,3%) из 320 случаев при отсутствии ETV6::RUNX1 (p<0,001) (табл. 2). Таким образом, для пациентов с наличием химерного транскрипта ETV6::RUNX1 типично наличие экспрессии CD27 и отсутствие экспрессии CD44.
Таблица 2. Экспрессия антигенов CD27 и CD44 в зависимости от наличия химерного транскрипта ETV6::RUNX1
| Параметр | Группа | p | |
| ETV6::RUNX1+ (n=117) | ETV6::RUNX1– (n=320) | ||
| Экспрессия CD27 | 114 (97,4%) | 77 (23,9%) | <0,001 |
| Экспрессия CD44 | 46 (39,3%) | 305 (95,3%) | <0,001 |
Расчет средней интенсивности флуоресценции (MFI) CD27 и CD44 проведен у 435 пациентов. Медиана MFI CD27 в группе с наличием химерного транскрипта ETV6::RUNX1 составила 3264 (диапазон 296—18 751), в группе без химерного транскрипта ETV6::RUNX1 медиана MFI CD27 составила 157 (диапазон 33—16 288) (p<0,0001) (рис. 1 и табл. 3). Медиана MFI CD44 в группе с наличием химерного транскрипта ETV6::RUNX1 составила 372 (диапазон 48—6440), а в группе, где химерный транскрипт ETV6::RUNX1 не был определен, медиана MFI CD44 составила 7965 (диапазон 47—66 307) (p<0,0001) (рис. 2 и табл. 3).
Рис. 1. Средняя интенсивность флуоресценции (MFI) антигена CD27 в зависимости от наличия (слева) или отсутствия (справа) химерного гена ETV6::RUNX1. p<0,0001.
На графике показаны медиана (черный прямоугольник), 25—75 перцентили и диапазон невыпадающих значений.
Таблица 3. Средняя интенсивность флуоресценции (MFI) антигенов CD27 и CD44 в зависимости от наличия химерного транскрипта ETV6::RUNX1
| Группа | Показатель | ||||
| Минимум | 1-й квартиль | Медиана | 3-й квартиль | Максимум | |
| ETV6::RUNX1+ CD27 MFI | 296 | 1797,4 | 3264,5 | 5186,5 | 18751 |
| ETV6::RUNX1– CD27 MFI | 33 | 91,0 | 157,5 | 384,8 | 6969 |
| ETV6::RUNX1+ CD44 MFI | 48 | 155,8 | 372,0 | 691,1 | 6440 |
| ETV6::RUNX1– CD44 MFI | 47 | 4357,1 | 7965,5 | 13286,3 | 66307 |
Рис. 2. Средняя интенсивность флуоресценции (MFI) антигена CD44 в зависимости от наличия (слева) или отсутствия (справа) химерного гена ETV6::RUNX1. p<0,0001.
На графике показаны медиана (черный прямоугольник), 25—75 перцентили и диапазон невыпадающих значений
Сочетание позитивной экспрессии CD27 с отсутствием экспрессии CD44 была использовано нами для предсказания выявления ETV6::RUNX1 при ВП-ОЛЛ. Для интерпретации диагностической эффективности данного сочетания была построена четырехпольная матрица решений. Количество истинно-позитивных случаев составило 70, истинно-негативных — 311 случаев, ложно-позитивных — 9 случаев, ложно-отрицательных — 47 случаев. Учитывая распространенность частичной экспрессии CD44 в группе с наличием химерного гена ETV6::RUNX1, мы предположили, что увеличение порогового уровня количества опухолевых клеток (выраженного в процентах), достаточного для определения позитивности популяции по антигенам CD27 и CD44, улучшит полученные ранее результаты. С этой целью был проведен ROC-анализ, который определил пороговые уровни (ПУ) 80,7 и 86,1% для CD27 и CD44 соответственно (рис. 3). При использовании рассчитанных ПУ было определено 104 истинно-позитивных, 310 истинно-негативных, 10 ложно-позитивных случаев и 13 ложно-негативных случаев. За счет этого удалось заметно улучшить показатели диагностической эффективности — чувствительность, прогностическую ценность положительного и отрицательного результатов теста, отношение правдоподобия положительного и отрицательного результатов теста, а также отношение диагностических шансов (табл. 4).
Рис. 3. ROC-кривые прогнозирования наличия химерного гена ETV6::RUNX1 с использованием в качестве дискриминирующей величины процента клеток, экспрессирующих антигены CD27 (кривая красного цвета) и CD44 (кривая черного цвета).
Для CD 27 площадь под кривой составила 0,944 (p<0,001), величина ПУ — 80,7%; для CD44 площадь под кривой составила 0,946 (p<0,001), величина ПУ — 86,1%.
Таблица 4. Параметры диагностической эффективности сочетания CD27 и CD44 для предсказания наличия t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 при разных пороговых уровнях и отношении параметров средней интенсивности флуоресценции
| Показатель | Характеристика | ||
| Пороговый уровень Thresholds level CD27 20,0% CD44 20,0% | Пороговый уровень Thresholds level CD27 80,7% CD44 86,1% | Отношение MFI CD27 к MFI CD44 большее, чем 0,605 MFI of CD27 to MFI of CD44 ratio more than 0.605 | |
| Чувствительность (Чувст.) | 59,8% (95% ДИ: 50,4—68,8) | 88,9% (95% ДИ: 81,7—93,9) | 98,3% (95% ДИ: 93,9—99,8) |
| Специфичность (Спец.) | 97,2% (95% ДИ: 94,8—98,7) | 96,9% (95% ДИ: 94,4—98,5) | 94,4% (95% ДИ: 91,2—96,6) |
| Прогностическая ценность положительного результата (ПЦ+) | 88,6% (95% ДИ: 79,5—94,7) | 91,2% (95% ДИ: 84,5—95,7) | 86,4% (95% ДИ: 79,3—91,7) |
| Прогностическая ценность отрицательного результата (ПЦ-) | 86,9% (95% ДИ: 83,0—90,2) | 96,0% (95% ДИ: 93,2—97,8) | 99,3% (95% ДИ: 97,6—99,9) |
| Отношение правдоподобия положительного результата (ОП+) | 21,4 (95% ДИ: 11,0—41,4) | 28,6 (95% ДИ: 15,5—52,8) | 17,4 (95% ДИ: 11,1—27,3) |
| Отношение правдоподобия отрицательного результата (ОП-) | 0,41 (95% ДИ: 0,33—0,52) | 0,11 (95% ДИ: 0,07—0,19) | 0,02 (95% ДИ: 0,005—0,072) |
| Отношение диагностических шансов (ОДШ) | 51,8 | 249,6 | 953,1 |
При определении средней интенсивности флуоресценции CD27 и CD44 было отмечено, что в группе без химерного гена ETV6::RUNX1 MFI CD44 значительно превосходит MFI CD27. Отношение MFI CD27 к MFI CD44 с наибольшей эффективностью разделяющее пациентов с наличием и отсутствием ETV6::RUNX1 было определено методом ROC-анализа. Величина ПУ составила 0,605. Площадь под кривой — 0,988, 95% ДИ 0,972—0,992 (рис. 4). Данным методом было определено 114 истинно позитивных случаев, 299 истинно-негативных, 2 ложно-негативных и 20 ложно-позитивных случаев, в результате чего удалось достичь очень высокой чувствительности, прогностической ценности и отношения правдоподобия отрицательного результата за счет снижения показателей специфичности, прогностической ценности положительного результата теста и отношения правдоподобия положительного результата (табл. 4).
Рис. 4. ROC-кривая прогнозирования наличия химерного гена ETV6::RUNX1 с использованием в качестве дискриминирующей величины отношения средней интенсивности флуоресценции CD27 к средней интенсивности флуоресценции CD44.
Площадь под кривой составила 0,982 (p<0,001), величина ПУ — 0,605.
Обсуждение
Ранее уже проводились исследования взаимосвязи иммунофенотипа и наличия ETV6::RUNX1 [35, 39, 40]. Вместе с тем, даже использование широкого перечня антигенов, включенных в диагностическую панель различных исследовательских групп (CD9, CD10, CD13, CD15, CD19, CD20, CD22, CD24, CD33, CD34, CD38, CD45, CD65, CD66c, CD117, HLA-DR, NG2) не позволило выделить отдельный маркер или их сочетание для прогнозирования наличия транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 с достаточно высокими показателями чувствительности и специфичности.
В стремлении найти специфические маркеры для ETV6::RUNX1-позитивного ОЛЛ M. Vaskova и соавт. [26] изучили профиль экспрессируемых генов при ВП-ОЛЛ. Они обнаружили корреляцию между величиной экспрессии CD27 и наличием ETV6::RUNX1, а также снижением экспрессии CD44 в данной группе. При этом прогностическая ценность положительного результата (ПЦ+) для CD44 и CD27, составила 93 и 95% соответственно [26].
В Российской Федерации CD27 и CD44 не являются маркерами, включенными в стандартную диагностическую панель при ВП-ОЛЛ у детей [37], и подобное исследование ранее не проводилось. Используя расширенную панель, включающую CD27 и CD44, мы смогли подтвердить, что существуют значительные иммунофенотипические различия между ETV6::RUNX1-позитивными и ETV6::RUNX1-негативными ВП-ОЛЛ. ВП-ОЛЛ с ETV6::RUNX1 ассоциированы с экспрессией CD27 в сочетании со снижением или отсутствием экспрессии CD44, что практически не встречается в группе ВП-ОЛЛ без данного химерного транскрипта (рис. 5). Использование сочетания антигенов CD27+CD44- позволяет предсказывать ВП-ОЛЛ с ETV6::RUNX1 с высокой специфичностью. Низкая чувствительность (или большое число ложно-негативных случаев) связаны с тем, что значительное число (39,3%) пациентов в группе с наличием химерного гена ETV6::RUNX1 утрачивают экспрессию CD44 не полностью, а лишь частично (рис. 5), что было также показано в исследовании в Японии, проведенном группой TCCSG (Tokyo Children’s Cancer Study Group) [27]. Определение иных ПУ для выявления позитивной экспрессии (80,7 и 86,1% для CD27 и CD44 соответственно) методом ROC-анализа позволило нам сократить число ложно-отрицательных результатов более чем в 3,5 раза (с 47 до 13 случаев) при совсем незначительном увеличении числа ложно-положительных случаев с 9 до 10, тем самым, увеличив все показатели диагностической эффективности лишь при незначительном снижении специфичности. Однако использование ПУ для определения экспрессии антигенов не позволяет составить более точное представление о паттерне экспрессии антигена, поскольку означает лишь процентное содержание антиген-позитивных клеток [41]. В связи с этим, мы провели анализ средней интенсивности флуоресценции антигенов CD27 и CD44. При использовании отношения MFI CD27 к MFI CD44 были получены высокие показатели диагностической ценности теста, включая, отношения правдоподобия (ОП) позитивного (17,4) и негативного (0,02) результатов. Известно, что значение ОП положительного результата более 10 или ОП отрицательного результата меньше 0,1 служит основой для диагностического решения, что и было получено в этом случае [42].
Рис. 5. Характерные точечные графики экспрессии антигенов CD27 и CD44 опухолевыми бластами в костном мозге у пациентов с ВП-ОЛЛ.
а — наличие CD27 и отсутствие CD44 в случае ETV6::RUNX1-позитивного ОЛЛ; в — наличие CD27 и частичная утрата CD44— ETV6::RUNX1-позитивного ОЛЛ; с — отсутствие CD27 и наличие CD44 у пациента без ETV6::RUNX1.
Для всех 18 ложно-положительных случаев, определенных с помощью отношения MFI CD27:MFI CD44, были выполнены ПЦР-исследования на стандартный перечень транслокаций, а также были проведены исследования перестроек генов PDGFRB, JAK2, IGH, ABL1, ABL2, NTRK3, CRLF2, MYC методом FISH. После этого три случая из 18 (16,6%) были идентифицированы как ОЛЛ с повторяющимися генетическими аберрациями — 1 случай ВП-ОЛЛ с транслокацией t(9;22)(q34;q11)/BCR::ABL1 и 1 случай с внутрихромосомной амплификацией 21 (iAMP21), 1 случай BCR::ABL1-подобного ОЛЛ с наличием химерного гена IGH::CRLF2. В двух случаях была обнаружена транслокация t(8;14)(q24;q32)/IGH::MYC (11,1%). Еще ряд случаев (n=7, 38,9%) могут быть классифицированы как ВП-ОЛЛ со случайными генетическими аберрациями: 1 случай с перестройкой гена IGH без участия CRLF2, EPOR, MYC, 2 случая с делецией 5’-конца гена IGH, 1 случай с делецией 5’-конца гена CRLF2, 1 случай с утратой 1 аллеля гена JAK2, 1 случай пентасомии 21 без признаков iAMP21, 1 случай с перестройкой гена ETV6. В 6 (33,3%) случаях молекулярно-генетические аберрации не были обнаружены. Ложно-положительные случаи, в которых не были выявлены повторяющиеся генетические аберрации, могут являться потенциальными ВП-ОЛЛ с ETV6::RUNX1-подобным профилем экспрессии генов [43]. Таким образом, на основании полученных результатов возможен отбор пациентов для прицельной диагностики молекулярной подгруппы ETV6::RUNX1-подобного ОЛЛ. Наиболее эффективным параметром для дискриминации ВП-ОЛЛ с ETV6::RUNX1 с целью последующего прицельного поиска t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 методами ПЦР или FISH является отношение средней интенсивности флуоресценции (MFI) CD27 к MFI CD44. Иммунофенотипирование не является прямым методом диагностики молекулярных перестроек, однако его результаты могут быть использованы для уточнения (изменения перечня) исследуемых аберраций. Возможно, что с использованием дополнительных маркеров, таких как CD9, CD66c, CD123, CD304 удастся сократить количество ложно-положительных результатов и еще больше повысить диагностическую ценность результатов проточной цитометрии. Однако данный вопрос требует дальнейшего изучения.
Заключение
Использование сочетания антигенов CD27 и CD44 при инициальной диагностике ВП-ОЛЛ позволило с высокой диагностической эффективностью предсказывать наличие транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1, имеющей благоприятное прогностическое значение. Важно подчеркнуть, что результаты иммунофенотипирования не заменяют детекцию транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1 цитогенетическими или молекулярно-генетическими методами. Преимуществом проточной цитометрии является быстрота выполнения, поэтому после получения данных об экспрессии того или иного антигена, ассоциированного с определенными цитогенетическими или молекулярно-генетическими показателями, возможен их целенаправленный поиск, что снизит финансовые затраты и сократит время на диагностику ВП-ОЛЛ. В образцах, где обнаруживаются иммунофенотипические признаки ETV6::RUNX1, на начальном этапе целесообразно проведение FISH или ОТ-ПЦР для поиска только транслокации t(12;21)(p13;q22)/ETV6::RUNX1, вместо стандартной диагностики широкого перечня химерных генов и транскриптов.
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.