Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.

Нероева Н.В.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Нероев В.В.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России;
ФГБОУ ВО «Московский государственный медико-стоматологический университет им. А.И. Евдокимова» Минздрава России

Катаргина Л.А.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Рябина М.В.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Илюхин П.А.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Кармокова А.Г.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Лосанова О.А.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Майбогин А.М.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр глазных болезней им. Гельмгольца» Минздрава России

Харитонов А.Е.

ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины» ФМБА России

Еремеев А.В.

ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины» ФМБА России

Лагарькова М.А.

ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины» ФМБА России

Заместительная трансплантация стволовыми клетками при атрофии ретинального пигментного эпителия в эксперименте

Авторы:

Нероева Н.В., Нероев В.В., Катаргина Л.А., Рябина М.В., Илюхин П.А., Кармокова А.Г., Лосанова О.А., Майбогин А.М., Харитонов А.Е., Еремеев А.В., Лагарькова М.А.

Подробнее об авторах

Журнал: Вестник офтальмологии. 2022;138(3): 7‑15

Просмотров: 656

Загрузок: 11


Как цитировать:

Нероева Н.В., Нероев В.В., Катаргина Л.А., Рябина М.В., Илюхин П.А., Кармокова А.Г., Лосанова О.А., Майбогин А.М., Харитонов А.Е., Еремеев А.В., Лагарькова М.А. Заместительная трансплантация стволовыми клетками при атрофии ретинального пигментного эпителия в эксперименте. Вестник офтальмологии. 2022;138(3):7‑15.
Neroeva NV, Neroev VV, Katargina LA, Ryabina MV, Ilyukhin PA, Karmokova AG, Losanova OA, Maybogin AM, Kharitonov AE, Eremeev AV, Lagarkova MA. Experimental stem cell replacement transplantation in retinal pigment epithelium atrophy. Vestnik Oftalmologii. 2022;138(3):7‑15. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/oftalma20221380317

Рекомендуем статьи по данной теме:
Сов­ре­мен­ные тен­ден­ции ан­ти-VEGF -те­ра­пии воз­рас­тной ма­ку­ляр­ной де­ге­не­ра­ции. Вес­тник оф­таль­мо­ло­гии. 2023;(3):46-50
Прог­нос­ти­чес­кие фак­то­ры и кас­то­ми­зи­ро­ван­ный под­ход к ан­ти-VEGF-те­ра­пии при эк­ссу­да­тив­ной фор­ме воз­рас­тной ма­ку­ляр­ной де­ге­не­ра­ции. Ана­лиз рис­ка воз­ник­но­ве­ния ма­ку­ляр­ной ат­ро­фии. Вес­тник оф­таль­мо­ло­гии. 2023;(3):51-55
За­ко­но­мер­нос­ти струк­тур­но-фун­кци­ональ­ных из­ме­не­ний сет­чат­ки и хо­риоидеи при ос­трой зад­ней муль­ти­фо­каль­ной пла­ко­ид­ной пиг­мен­тной эпи­те­ли­опа­тии. Вес­тник оф­таль­мо­ло­гии. 2023;(4):44-51
Фа­ри­ци­маб: от кли­ни­чес­ких ис­сле­до­ва­ний к ре­аль­ной кли­ни­чес­кой прак­ти­ке. Вес­тник оф­таль­мо­ло­гии. 2023;(4):115-120

Заболевания, вызванные нарушением работы и атрофическими изменениями ретинального пигментного эпителия (РПЭ), включая возрастную макулярную дегенерацию (ВМД) и некоторые формы дистрофий сетчатки, приводят к потере зрения, функциональным нарушениям, физическим и психологическим трудностям пациентов.

Несмотря на значительный прогресс в понимании патогенеза ВМД, лечение данного заболевания все еще остается актуальной проблемой. Перспективной стратегией предотвращения полной потери зрения при заболеваниях, связанных с дегенерацией РПЭ, является применение регенеративных клеточных технологий, которые активно разрабатываются с целью дальнейшего применения в терапии дегенеративных заболеваний сетчатки. Разработка в 2006 г. K. Takahashi и S. Yamanaka метода получения индуцированных стволовых клеток (ИПСК) путем репрограммирования транскрипционными факторами, доставляемыми в клетку вирусными векторами [1], открыла новые возможности в регенеративной клеточной терапии. По своим морфофункциональным характеристикам ИПСК эквивалентны эмбриональным стволовым клеткам (ЭСК) [2, 3] и при этом не вызывают этических вопросов. Полученные с использованием данного подхода клеточные линии продемонстрировали способность к неограниченному росту и самообновлению, а также к дифференцировке в клетки любых типов, в том числе в клетки РПЭ [4, 5]. В последние годы были опубликованы результаты ряда экспериментальных исследований на животных, проиллюстрировавшие безопасность и эффективность трансплантации клеток РПЭ, дифференцированных из ИПСК (ИПСК-РПЭ). При этом трансплантация ИПСК-РПЭ может осуществляться в суспензионной форме либо в виде предварительно сформированного монослоя на субстрате. Каждый способ имеет свои преимущества и недостатки, и до сих пор активно ведутся работы по их сравнению с точки зрения выживаемости клеток, анатомической и функциональной интеграции [6—12].

Тем не менее, несмотря на немалое количество доклинических исследований, не существует оптимального хирургического способа доставки ИПСК-РПЭ в субретинальное пространство, способствующего их последующей правильной интеграции и приживлению с минимальным риском осложнений.

Цель исследования — разработать и оценить результаты модифицированной хирургической техники трансплантации ИПСК-РПЭ в виде клеточной суспензии в субретинальное пространство кроликов с предварительно созданной атрофией РПЭ.

Материал и методы

В исследование были включены 10 кроликов (20 глаз) породы новозеландский альбинос в возрасте 2,5—3,0 мес и массой 2,0—2,5 кг. Работа выполнена с соблюдением международных принципов Хельсинкской декларации о гуманном отношении к животным, принципов гуманности, изложенных в директиве Европейского Сообщества (86/609/EC), «Правил проведения работ с использованием экспериментальных животных».

Для получения функциональных клеток РПЭ человека была произведена направленная дифференцировка из ИПСК человека, ранее полученных из фибробластов здорового донора в лаборатории клеточной биологии ФГБУ «ФНКЦ физико-химической медицины» ФМБА России и хранящихся в клеточном банке лаборатории. ИПСК культивировались на матригеле («BD Biosciences», США) в культуральных чашках. По достижении 100% монослоя среда менялась на дифференцировочную, содержащую ДМЕМ/F12 (НПП «ПанЭко», Россия), 5% заменителя сыворотки («Invitrogene», США), 2 мМ глутамина, 1% заменимых аминокислот, пенициллин/стрептомицин (50 ед/мл; 50 мкг/мл), N2 и B27 (все — НПП «ПанЭко», Россия), 50 нг/мл Noggin и 20 нг/мл bFGF (оба — «Invitrogen», США). После двух пассажей клетки пересевали на покрытую матригелем чашку и культивировали в среде альфа-МЕМ (НПП «ПанЭко», Россия), содержащей 20% заменителя сыворотки («Invitrogen», США), 2 мМ глутамина, пенициллин/стрептомицин (50 ед/мл; 50 мкг/мл; оба — НПП «ПанЭко», Россия), 10 нг/мл IGF1, 10 нг/мл EGF, 10 нг/мл Dkk1, B27, 100 нг/мл таурина (все — «Invitrogen», США), 1 мМ никотинамида, 10 мкМ хетомина (оба — «Sigma», США). Через 3—4 нед формировались пигментированные кластеры, которые вручную отделялись с помощью 0,05% трипсина в ЭДТА («Gibco», США) от остального клеточного материала и в дальнейшем культивировались в среде ДМЕМ/F12 (НПП «ПанЭко», Россия), содержащей 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS; «Gibco», США), 2 мМ глутамина, пенициллин/стрептомицин (50 ед/мл; 50 мкг/мл), заменимые аминокислоты (все — НПП «ПанЭко», Россия).

Морфофизиологическая характеристика полученного РПЭ была осуществлена путем исследования профиля экспрессии специфических маркеров РПЭ с использованием полимеразной цепной реакции, сопряженной с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР), и иммуноцитохимии (ИЦХ). Изучение физиологических характеристик проводилось путем измерения трансэпителиального сопротивления прибором Milicell ERS-2 («Millipore», США), секреции васкулоэндотелиального фактора роста (vascular endothelial growth factor, VEGF) и фагоцитоза флюоресцентно меченных полистиреновых шариков («Invitrogene», США).

С целью получения клеточного материала для трансплантации в виде суспензии культивируемые клетки промывались раствором Хэнкса (НПП «ПанЭко», Россия), инкубировались в течение 5 мин при 37 °C в 0,25% трипсине («Gibco», США). Трипсин инактивировался средой ДМЕМ (НПП «ПанЭко», Россия), содержащей 10% FBS («Gibco», США). Клетки подсчитывались с использованием красителя трипанового синего (НПП «ПанЭко», Россия) на автоматическом счетчике клеток LUNA-II («Logos Biosystems», США). Полученная суспензия центрифугировалась, супернатант отбирался, клетки ресуспендировались PBS (НПП «ПанЭко», Россия) до требуемой концентрации [13]. При проведении процедуры введения клеточной суспензии ИПСК-РПЭ была использована концентрация в 50 000 клеток/глаз.

До оперативного вмешательства подготавливали аутологичную плазму, обогащенную тромбоцитами (Platelet-rich plasma, PRP), которую получали следующим образом: забирали из центральной ушной артерии кролика кровь в объеме 2—5 мл в специализированную пробирку без антикоагулянта, пробирку устанавливали в центрифугу и осуществляли центрифугирование при 4000 об/мин в течение 3 мин. После этого из пробирки микропипеткой проводили забор плазмы (надосадочной жидкости) и переносили в другую стерильную пробирку. Проводили повторное центрифугирование в режиме 3000 об/мин в течение 2 мин и собирали 2/3 плазмы сверху стерильной микропипеткой. Подготавливали стерильный шприц, вынимали поршень. Микропипеткой вводили все содержимое в шприц и присоединяли к нему поршень для дальнейшего введения.

Чтобы обеспечить точную дозировку лекарств, до операции всех кроликов взвешивали. За 1 мес до трансплантации ИПСК-РПЭ всем кроликам на правом глазу индуцировали атрофию РПЭ и сетчатки по созданной нами методике [14]. Предоперационная подготовка животных включала внутримышечное введение золетила 50 (0,3 мл) и ксилазина 2% (0,55 мл), также до операции внутримышечно вводили 0,4% раствор дексаметазона (0,3 мл) и дицинон (0,5 мл). Мидриаз достигался закапыванием тропикамида с фенилэфрином. Перед операцией местно закапывали моксифлоксацин 0,5% и алкаин 0,5%. Подстригали ресницы ножницами, чтобы уменьшить риск послеоперационных инфекционных осложнений. Накрывали оперируемый глаз стерильной тканью с прорезанным посередине отверстием. Предварительно были выделены глазные мышцы. В проекции плоской части цилиарного тела выполнены склеротомии с установкой портов 23 Ga соответственно 2, 10 и 5 ч. На 5 ч устанавливали ирригационную канюлю. Суспензию клеток вводили объемом 0,05 мл в количестве 50 000 клеток при помощи шприца, соединенного с удлинительной трубкой (управляемой ассистентом) и канюлей 41G DORK (управляемой хирургом), предварительно срезанной под углом 45°. Канюлю вводили через верхневисочный порт в субретинальное пространство на расстоянии 1—1,5 мм книзу от диска зрительного нерва. После правильного позиционирования кончика, который визуализировался по побледнению сетчатки, суспензию с клетками вводили субретинально соответственно зоне атрофии до образования пузыря, который хорошо визуализировался хирургом с помощью операционного микроскопа. После обмена BSS на воздух и подсушивания поверхности сетчатки на зону введения суспензии наносили 2—3 капли PRP для герметизации дефекта и предупреждения рефлюкса клеток в витреальную полость. После указанных манипуляций проводили воздушную тампонаду. После хирургического вмешательства всем кроликам субконъюнктивально вводили раствор гентамицина 3 мг/кг и дексаметазона 3 мг/кг. В последующие 7 дней в конъюнктивальную полость закапывали 0,1% раствор дексаметазона 3 раза в день. Кроликов укладывали головой вниз и держали в таком положении в течение 1 ч. За день до оперативного вмешательства и в последующие дни кролики получали Сандиммун неорал (раствор для приема внутрь) 100 мг/мл (из расчета 10 мг/кг массы тела).

Всем кроликам до оперативного вмешательства и на 2, 14, 30-й дни после него проводились спектральная оптическая когерентная томография (СОКТ) и исследование аутофлюоресценции с помощью прибора Heidelberg Spectralis SD-OCT («Heidelberg Engineering», Германия). Животных выводили из эксперимента методом воздушной эмболии после введения кролика в наркоз (согласно приказу Минвуза СССР №724 от 13.11.1984).

Гистологические исследования энуклеированных глаз животных выполняли через 15 (по 5 кроликов из каждой группы) и 30 (по 5 кроликов из каждой группы) дней после моделирования атрофии РПЭ. Энуклеированные глазные яблоки фиксировали в нейтральном 10% растворе формалина в течение 1 сут. Фиксированные глазные яблоки разрезали на три колодки таким образом, чтобы зона индуцированной атрофии оказывалась в центральной колодке. После стандартной гистологической проводки центральные колодки заливали в парафин. Из парафиновых блоков готовили серийные срезы, которые окрашивали гематоксилином и эозином по стандартной методике. Обзорное микроскопическое исследование проводили с использованием микроскопа Leica Axiostar 2 plus, оборудованного цифровой фотокамерой, при увеличении 200—400.

Часть срезов с каждого срока депарафинизировали в ксилоле с последующей регидратацией в серии спиртов понижающейся концентрации. После депарафинизации срезы хранили до процедуры иммуногистохимического окрашивания в PBS (НПП «ПанЭко», Россия). Срезы на стеклах пермеабилизовали 0,1% Triton X-100 («BioRad», США) в PBS в течение 5 мин, промывали 3 раза по 5 мин PBS + 0,1% Tween 20 («AppliChem», Германия), блокировали 5% FBS, 5% сыворотки козы в PBS с 0,1% Tween 20. Инкубировали ночь с первичными антителами Anti-Nuclei Antibody (Millipore, MAB1281) при +4 °C. После инкубирования с первичными антителами срезы промывали три раза по 5 мин PBS + 0,1% Tween 20 и инкубировали 2 ч при комнатной температуре с вторичными антителами, конъюгированными с флюоресцентным красителем Alexa Fluor-555 (goat-antimouse, 1:1000, Invitrogen, A21422). Для окраски эукариотических ядер использовался краситель DAPI, с которым срезы инкубировались в темноте при комнатной температуре в течение 10 мин. После всех процедур срезы промывались в PBS. Иммунофлюоресцентные изображения были получены с помощью инвертированного флюоресцентного микроскопа OLYMPUS IX53.

Результаты

В результате направленной дифференцировки из ИПСК было получено 10 линий, морфологически схожих с нативным РПЭ. Для определения наиболее морфофункционально сходных с нативным РПЭ было осуществлено исследование способности к образованию и накоплению пигмента, экспрессии специфических маркеров РПЭ методом ПЦР и ИЦХ. Изучение физиологических характеристик проводилось путем измерения трансэпителиального сопротивления, секреции VEGF и фагоцитоза (рис. 1).

Рис. 1. Морфофункциональная характеристика ИПСК-производных линий РПЭ.

а — ОТ-ПЦР анализ экспрессии основных генов — маркеров РПЭ, референсный ген — GAPDH; б — иммунофлюоресцентные фотографии результатов ИЦХ при исследовании экспрессии RPE65, MITF, BEST1; в — иммунофлюоресцентная фотография фагоцитоза ИПСК-РПЭ флюоресцентно меченных полистиреновых шариков; г — секреция VEGF в апикальном и базальном направлениях при культивировании ИПСК-РПЭ на культуральных вставках (трансвеллах); д — фотография ИПСК-РПЭ в проходящем свете при культивировании на покрытой матригелем культуральной чашке через 1 и 3 мес культивирования; е — динамика изменения трансэпителиального сопротивления ИПСК-РПЭ при культивировании на культуральных вставках (трансвеллах).

Из полученных линий одна показала наибольшую схожесть с нативным РПЭ по скорости накопления пигмента (см. рис. 1, д), экспрессии генов-маркеров Tyr, OTX2, MITF (меланогенез), RPE65, CRALBP (зрительный цикл), PEDF (анти-неоваскуляризация), BEST1 (бикарбонатный транспорт в сетчатке; см. рис. 1, а). Результаты ИЦХ показали наличие в клетках белков-маркеров RPE65, MITF, BEST1, ZO-1 (белок плотных контактов; см. рис. 1, б). Клетки выбранной линии оказались способны к фагоцитозу флюоресцентно меченных полистиреновых шариков (см. рис. 1, в) и преимущественно в базальном направлении секретировали VEGF (васкуляризация). Кроме того, при определении динамики изменения трансэпителиального сопротивления линия показала высокую способность к образованию плотного монослоя на культуральных вставках-трансвеллах (см. рис. 1, е).

Таким образом, было подтверждено, что полученные клеточные линии обладают морфофизиологическими характеристиками РПЭ и в дальнейшем могут быть использованы для трансплантации животным как в виде суспензии, так и на различных искусственных мембранах.

На оперируемых глазах до оперативного вмешательства с целью визуализации зоны предварительно созданной атрофии была проведена СОКТ (рис. 2). На 2-е сутки после оперативного вмешательства на снимках визуализировались зона атрофии РПЭ, приводящая к повышенному проникновению лазерного луча в подлежащие ткани, и гиперрефлективная зона, соответствующая ИПСК-РПЭ с прилежащей к ней сетчаткой.

Рис. 2. Спектральная оптическая когерентная томограмма.

Визуализируются зона атрофии РПЭ, приводящая к повышенному проникновению лазерного луча в подлежащие ткани, гиперрефлективная зона, соответствующая ИПСК-РПЭ с прилежащей к ней сетчаткой.

На 14-е и 30-е сутки после оперативного вмешательства определялась гиперрефлективная зона, соответствующая ИПСК-РПЭ, плотно прилегающая к сосудистой оболочке и структурам нейросенсорной сетчатки. При проведении аутофлюоресенции глазного дна определялась зона гиперфлюоресценции, соответствующая локализации ИПСК-РПЭ, вокруг нее — ободок крапчатой гипофлюоресценции, соответствующий атрофии РПЭ (рис. 3, 4).

Рис. 3. Спектральная оптическая когерентная томограмма, 30-е сутки после хирургического вмешательства.

Объяснение в тексте.

Рис. 4. Анализ аутофлюоресценции глазного дна, 30-е сутки после хирургического вмешательства.

Объяснение в тексте.

Спустя 1 мес животных выводили из эксперимента методом воздушной эмболии после введения кролика в наркоз (согласно приказу Минвуза СССР №724 от 13.11.1984).

По результатам гистологического исследования, на 15-й и 30-й дни после оперативного вмешательства в глазах после введения ИПСК-РПЭ перифокально области их введения на мембране Бруха обнаружено формирование устойчивого монослоя однорядных клеток с крупными гиперхромными ядрами, морфологически соответствующими клеткам РПЭ. Структура выявленного слоя эпителиальных клеток была наиболее выражена в области имплантации и постепенно нарушалась по мере удаления от нее по направлению к экватору (рис. 5, 6).

Рис. 5. Гистологический микропрепарат глаза кролика на 15-е сутки после введения клеток РПЭ.

Появление устойчивого монослоя дифференцированных клеток РПЭ на мембране Бруха (красные стрелки). Вверху — остатки наружных сегментов фоторецепторов. Обращают на себя внимание артифициальная отслойка сетчатки и частичная отслойка хориоидеи вследствие примененной методики формалиновой фиксации. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 200.

Рис. 6. Гистологический микропрепарат глаза кролика на 30-е сутки после введения клеток РПЭ.

Монослой клеток РПЭ на мембране Бруха (красные стрелки). Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 1000.

По результатам ИЦХ с использованием флюоресцентно меченных антител, на 15-й и 30-й дни после оперативного вмешательства в глазах после введения ИПСК-РПЭ был обнаружен иммунофенотип, соответствующий интеграции суспензии клеток РПЭ, дифференцированных из ИПСК человека, в сетчатку глаза модельного животного (рис. 7, 8).

Рис. 7. Изображение, полученное при ИЦХ глаза кролика на 15-е сутки.

Здесь и на рис. 8: иммуногистохимическое окрашивание среза глаза кролика. Краситель ядер эукариот — DAPI, синий канал; антитела к ядрам человека, красный канал.

Рис. 8. Изображение, полученное при ИЦХ глаза кролика на 30-й день.

На данную методику получен патент [15].

Обсуждение

Несмотря на большое количество доклинических исследований по пересадке ИПСК-РПЭ и ЭСК-РПЭ, не существует оптимального хирургического способа доставки стволовых клеток в субретинальное пространство, обеспечивающего их последующее приживление [5—7, 16, 17].

В качестве ближайшего аналога для модификации мы выбрали предложенную S. Petrus-Reurer и соавторами методику, заключающуюся в субретинальном введении ЭСК-РПЭ в суспензионной форме. В ходе проведенных дальнейших исследований было обнаружено, что стволовые клетки РПЭ не интегрировались должным образом в связи с рефлюксом во время инъекции и недостаточной адгезией клеток РПЭ [8].

В нашем исследовании трансплантировали в субретинальное пространство кроликов с предварительно созданной атрофией РПЭ ИПСК-РПЭ в виде клеточной суспензии, правильная интеграция которых подтверждается методами СОКТ, исследования аутофлюоресценции, гистологическими и иммуногистохимическими данными. При проведении процедуры введения клеточной суспензии ИПСК-РПЭ была использована концентрация в 50 000 клеток/глаз, что позволяет экономно расходовать клеточный материал и достигать необходимого результата. В работе B. Lu и соавт. [18] было показано, что наибольшая выживаемость трансплантируемых клеток РПЭ в виде суспензии достигается именно при такой концентрации клеточного материала. После введения суспензии ИПСК-РПЭ в субретинальное пространство для герметизации ретинотомического дефекта и предупреждения рефлюкса стволовых клеток в витреальную полость на зону введения суспензии наносили 2—3 капли PRP, подготовленной до оперативного вмешательства. Полученная PRP биосовместима и является совершенно безопасной как с точки зрения трансмиссивных инвазий, так и в отношении канцерогенности, при этом она способствует регенерации эпителия при повреждениях различного генеза [19, 20]. Таким образом, использование PRP способствует герметизации дефекта и предупреждает рефлюкс стволовых клеток в витреальную полость, тем самым минимизируя риск развития интра- и послеоперационных осложнений.

При динамическом контроле за животными после оперативного вмешательства с использованием СОКТ можно увидеть, что трансплантируемые ИПСК-РПЭ правильно интегрированы и плотно прилегают к сосудистой оболочке и структурам нейросенсорной сетчатки. При морфологическом исследовании обнаружено появление устойчивого монослоя клеток РПЭ на мембране Бруха. По результатам ИЦХ с использованием флюоресцентно меченных антител был обнаружен иммунофенотип, соответствующий интеграции суспензии клеток РПЭ, дифференцированных из ИПСК человека в сетчатку глаза модельного животного, и подтверждена их жизнеспособность.

Заключение

Нами разработана модификация хирургической техники трансплантации ИПСК-РПЭ. Установлено, что использование PRP способствует герметизации дефекта и предупреждает рефлюкс трансплантируемых клеток в витреальную полость, тем самым минимизируя риск развития интра- и послеоперационных осложнений.

Выполнена трансплантация ИПСК-РПЭ в виде клеточной суспензии в субретинальное пространство кроликов с предварительно созданной атрофией РПЭ. Морфологическое исследование in vivo и изучение гистологических срезов показали, что трансплантированные ИПСК-РПЭ правильно интегрированы и адгезированы к сосудистой оболочке в зоне оперативного вмешательства.

По результатам ИЦХ с использованием флюоресцентно меченных антител была подтверждена жизнеспособность интегрированных ИПСК-РПЭ в сетчатку глаза модельного животного.

Дифференцировка и культивирование ИПСК-РПЭ были осуществлены в рамках проекта, поддержанного грантом Российского научного фонда (№19-15-00425).

Участие авторов:

Концепция и дизайн исследования: Н.Н., В.Н., А.М., Л.К., А.Е.

Сбор материала: О.Л., А.К., А.Х., П.И., А.М., М.Л.

Статистическая обработка: А.К., А.Е., М.Л.

Написание текста: А.К., М.Р., О.Л.

Редактирование: О.Л.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail



Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.