Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.

Игорь Валентинович Майбородин

ФГБУН «Институт химической биологии и фундаментальной медицины» им. Д.Г. Кнорре СО РАН, Новосибирск, Россия

Борис Валентинович Шеплев

ЧОУ ВО «Новосибирский медико-стоматологический институт Дентмастер», Новосибирск, Россия

Елена Станиславовна Черноморцева

ФГАОУ ВО «Балтийский федеральный университет имени Иммануила Канта» Минобрнауки России, Калининград, Россия

Взаимодействие гонадотропин-рилизинг-гормона с желудочно-кишечным трактом в эксперименте и клинике

Авторы:

Майбородин И.В., Шеплев Б.В., Черноморцева Е.С.

Подробнее об авторах

Прочитано: 103 раза


Как цитировать:

Майбородин И.В., Шеплев Б.В., Черноморцева Е.С. Взаимодействие гонадотропин-рилизинг-гормона с желудочно-кишечным трактом в эксперименте и клинике. Доказательная гастроэнтерология. 2026;15(2):43‑52.
Maiborodin IV, Sheplev BV, Chernomortseva ES. Interaction of gonadotropin-releasing hormone with the gastrointestinal tract: experimental and clinical perspectives. Russian Journal of Evidence-Based Gastroenterology. 2026;15(2):43‑52. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/dokgastro20261502143

Рекомендуем статьи по данной теме:
Ге­ман­ги­ома пе­че­ни: что нуж­но знать хи­рур­гам. Хи­рур­гия. Жур­нал им. Н.И. Пи­ро­го­ва. 2025;(11):102-108
Роль ки­шеч­ной мик­ро­би­оты в про­цес­сах ста­ре­ния. Хи­рур­гия. Жур­нал им. Н.И. Пи­ро­го­ва. 2025;(11-2):67-73

Введение

Гонадотропин-рилизинг-гормон (ГнРГ) — гипоталамический декапептид, опосредующий синтез и высвобождение гипофизарного лютеинизирующего гормона (ЛГ). Подобные полипептиды преимущественно воздействуют на переднюю долю гипофиза, вызывая кратковременное увеличение секреции гонадотропинов. Однако при длительном введении агонистов ГнРГ в высоких супрафизиологических дозах развивается парадоксальный эффект, обусловленный чрезмерной стимуляцией гипофиза. В основе данного явления лежат механизмы десенсибилизации гипофиза к ГнРГ, снижение экспрессии его рецепторов в клетках-мишенях, выраженное уменьшение секреции ЛГ и нарушение механизмов физиологической обратной связи, что в конечном итоге сопровождается снижением высвобождения самого ГнРГ.

Гормоны оси «мозг — гипофиз — периферические органы» у позвоночных регулируют не только созревание и рост половых желез [1, 2], но и функции иммунной системы [3], а также обмен веществ [4]. Несмотря на то, что связь между массой тела и фертильностью известна давно, только в последние годы начато активное изучение нейроэндокринных механизмов, лежащих в основе этого взаимодействия. Сообщается, что ГнРГ может оказывать прямое воздействие не только на репродуктивные [1, 2], но и на соматические ткани [3, 5]. Рецепторы ГнРГ (ГнРГR) и ЛГ (ЛГR) выявлены у человека и животных в желудочно-кишечном тракте (ЖКТ), где они участвуют в регуляции моторики, секреции и клеточной пролиферации [6—15].

Таким образом, влияние ГнРГ на ЖКТ, его структуры и органы является доказанным и достаточно широко описанным, однако полученные данные остаются фрагментарными и не систематизированы. В связи с выраженной противоречивостью опубликованных результатов сформулирована цель исследования.

Цель обзора — выполнить анализ и обобщение результатов современных исследований, посвященных взаимодействию гонадотропин-рилизинг-гормона и органов пищеварительной системы.

Для достижения цели обзора проведен систематический поиск литературы в базе данных PubMed.

Действие гонадотропин-рилизинг-гормона на печень

Данные экспериментальных исследований

В печени выявлены ГнРГR [8, 13, 14]. В экспериментальных исследованиях у овец образцы печени отбирали на 16-й день эстрального цикла, а также на 13, 16 и 25-й дни беременности. С использованием количественной полимеразной цепной реакции в реальном времени, вестерн-блоттинга и иммуногистохимического анализа показано повышение уровня мРНК и белков ГнРГ и ГнРГR в материнской печени в ранние сроки беременности [13]. Установлено, что в печени происходит деградация ГнРГ с участием микросомальной фракции S9, при этом метаболизм гормона осуществляется не только в гепатоцитах [16].

Кисспептин и нейрокинин B представляют собой гипоталамические нейропептиды, регулирующие репродуктивную эндокринную систему посредством модуляции активности нейронов, которые продуцируют ГнРГ. Обнаруженная экспрессия кисспептина в печени открывает перспективы для разработки новых диагностических и терапевтических подходов при заболеваниях этого органа [15].

Иммунизация крыс к ГнРГR сопровождалась повышением титра сывороточных аутоантител к рецептору, а также уровней ЛГ и тестостерона по сравнению с контролем. При этом концентрация глюкозы натощак не различалась между группами, однако в иммунизированной группе отмечалось повышение гликемии при проведении тестов толерантности к глюкозе и инсулину. Экспрессия генов транспорта глюкозы (GLUT-2 в печени, GLUT-4 в жировой ткани и скелетных мышцах) была снижена, что может свидетельствовать о развитии инсулинорезистентности, индуцированной аутоантителами к ГнРГR [17].

Обнаружены ГнРГR также в клетках гепатоцеллюлярной карциномы [8, 18], что создает предпосылки для использования конъюгатов химиотерапевтических препаратов с ГнРГ с целью адресной доставки. Аналогичные конъюгаты применяются для снижения токсичности противоопухолевой терапии. В эксперименте на бестимусных мышах с ксенотрансплантатами трижды негативного рака молочной железы использование конъюгатов паклитаксела и продигиозина с ГнРГ не сопровождалось гепатотоксическими эффектами [19].

Показано, что ГнРГ экспрессируется в холангиоцитах, а повышение его уровня в сыворотке крови при холестазе стимулирует их пролиферацию. Введение ГнРГ интактным крысам приводило к увеличению массы внутрипеченочных желчных протоков и индукции фиброза за счет активации экспрессии соответствующих генов в звездчатых клетках печени. Показано, что ГнРГ повышает экспрессию микроРНК-200b и маркеров фиброза, тогда как нокдаун гена ГнРГ снижает выраженность фибротических изменений. Антагонист ГнРГR цетрореликс подавляет экспрессию генов фиброза in vitro и уменьшает степень фиброза in vivo [20].

Регуляция системы ГнРГ осуществляется также через метаболические сигналы печени. Передача сигналов через фактор роста фибробластов 21 (FGF-21), участвующий в регуляции углеводного и липидного обмена, влияет на активность гипоталамических нейронов, продуцирующих ГнРГ [21]. Адипонектин, секретируемый жировой тканью, модулирует активность этих нейронов, связывая энергетический баланс с функцией репродуктивной системы [22]. Кроме того, введение аналогов адипонектина подавляет экспрессию ГнРГ, фолликулостимулирующего гормона (ФСГ) и ЛГ в гипоталамусе [23].

При холестатическом поражении печени желчные кислоты способны проникать в центральную нервную систему через гематоэнцефалический барьер и воздействовать на нейроны гипоталамуса. Таким образом, компоненты желчи могут выступать в роли центральных модуляторов нейроэндокринной регуляции [24].

Данные клинических исследований

У пациентов с поликистозом печени тяжелой степени эстрогены и, вероятно, другие женские половые гормоны ускоряют прогрессирование заболевания. У некоторых пациенток после наступления менопаузы наблюдается уменьшение объема печени. В связи с этим можно предположить, что агонисты ГнРГ, подавляющие синтез эстрогенов и других половых гормонов, могут быть эффективными при поликистозе печени [25].

Доказано, что ГнРГ также участвует в регуляции липидного обмена [26]. Индуцированный терапией ГнРГ дефицит тестостерона, применяемый в качестве стандартного подхода при лечении рака предстательной железы, может приводить к развитию метаболических нарушений, включая инсулинорезистентность, дислипидемию, висцеральное ожирение и сахарный диабет 2-го типа [27, 28].

В исследовании P. Gild и соавт., включавшем 82 938 мужчин в возрасте 66 лет и старше с местнораспространенным раком предстательной железы, 37,5% пациентов получали терапию агонистами или антагонистами ГнРГ. У данной категории больных чаще диагностировались неалкогольная жировая болезнь печени, цирроз, некроз и другие патологические изменения печени. Выявлена зависимость «доза-эффект» между длительностью андрогендепривационной терапии и частотой неалкогольного стеатоза печени [27]. Аналогичные данные представлены H. Sawazaki и соавт. [28].

В клиническом исследовании с участием 36 пациентов с рецидивирующими, метастатическими или неоперабельными местнораспространенными опухолями слюнных желез применение лейпрорелина ацетата (3,75 мг подкожно каждые 4 недели) в сочетании с бикалутамидом (80 мг/сут внутрь) сопровождалось повышением уровня печеночных трансаминаз и креатинина у 2 пациентов. В одном случае терапия прекращена из-за нежелательных явлений [29].

У женщин комбинированное применение тестостерона и агонистов ГнРГ ассоциировано с повышенным риском дислипидемии и нарушений функции печени, тогда как сами агонисты ГнРГ не были связаны с метаболическими нарушениями [30]. Y. Sasaki и соавт. описали клиническое наблюдение пациентки с центральным преждевременным половым созреванием, ожирением и неалкогольным стеатогепатитом, у которой на фоне терапии аналогом ГнРГ отмечалось ухудшение функции печени с последующим улучшением после отмены препарата [31].

У нерожавшей женщины 25 лет с 4-летним анамнезом бесплодия после проведения контролируемой стимуляции яичников развился тяжелый синдром гиперстимуляции яичников, осложнившийся полиорганной недостаточностью, включая печеночную дисфункцию. Несмотря на интенсивную терапию, пациентке потребовался перевод в специализированный центр для лечения патологии печени [32].

В то же время ряд исследований свидетельствует о благоприятном профиле безопасности аналогов ГнРГ. Длительное применение трипторелина у 49 подростков для подавления полового созревания оказалось эффективным и не сопровождалось стойкими нарушениями функции печени или почек. Однако отмечалось снижение безжировой массы тела и увеличение доли жировой ткани [33].

По данным M. Tebbens и соавт., терапия трипторелином в сочетании с тестостероном не оказывала влияния на содержание жира в печени и распределение жировой ткани [34]. E.L. Yoon и J.S. Yuk описали низкую частоту поражения печени у 17 207 женщин, получавших терапию ГнРГ по поводу миомы матки [35]. Аналогичные результаты приведены в других исследованиях [36].

Таким образом, в печени осуществляется метаболизм ГнРГ, при этом гормон оказывает выраженное влияние на функции данного органа. Его участие в регуляции липидного обмена и гормонального статуса может способствовать развитию метаболических нарушений, включая стеатоз печени, фиброз, цирроз, инсулинорезистентность и сахарный диабет 2-го типа. В ряде случаев гепатотоксические эффекты становятся показанием к прекращению терапии. В то же время получены данные о высокой безопасности аналогов ГнРГ. Предполагается, что большинство побочных эффектов связано не с прямым действием препарата, а с индуцированным дефицитом половых гормонов. Кроме того, печень участвует в регуляции ГнРГ-системы через метаболические сигналы и компоненты желчи, способные влиять на гипоталамические нейроны. Наличие рецепторов ГнРГ в клетках гепатоцеллюлярной карциномы обосновывает перспективность разработки конъюгированных препаратов для таргетной противоопухолевой терапии.

Состояние желудка после применения гонадотропин-рилизинг-гормона

Данные экспериментальных исследований

Еще в 1980 г. Y. Taché и соавт. показали, что мощный агонист ГнРГ значительно снижает секрецию соляной кислоты в желудке [37]. В исследовании G. Soldani и соавт., выполненном на собаках с желудочными свищами и карманами Гейденгайна, показано временное, но выраженное ингибирование пентагастрин-стимулированной секреции в области желудочных свищей, тогда как секреция из карманов Гейденгайна не изменялась [38]. Авторы предположили, что ингибирующее действие ГнРГ на желудочную секрецию реализуется преимущественно за счет снижения активности блуждающего нерва.

В то же время T. Nakane и соавт. установили, что системное введение ГнРГ у крыс может вызывать острое поражение слизистой оболочки желудка [39]. Предварительное применение атропина частично подавляло ульцерогенный эффект, что указывает на участие вагус-зависимых механизмов.

При исследовании экспрессии сайтов связывания ГнРГ в соматических тканях морского леща (Sparus aurata) выявлена их базальная экспрессия в желудке, которая увеличивалась после введения гормона [5]. Результаты биораспределения меченого 68Ga-трипторелина у крыс-самцов свидетельствуют о значительном накоплении препарата в желудке, превышающем его содержание в семенниках, что согласуется с наличием рецепторов ГнРГ [12].

В экспериментальных моделях ГнРГ ингибировал пролиферацию эпителиальных клеток желудка у развивающихся крыс, однако после завершения периода грудного вскармливания данный эффект не наблюдался. Иммунофлуоресцентный анализ с использованием конфокальной микроскопии показал связывание ГнРГ с клетками желудка у крысят. Исследования с двойным мечением выявили локализацию гормона в париетальных клетках. В эксперименте с 17-дневными крысятами, подвергнутыми голоданию в течение 20 часов, введение ГнРГ, его антагониста или их комбинации не влияло на массу тела и морфологию желудка. Апоптоз выявлялся в желудочных железах во всех группах. При этом как агонисты, так и антагонисты ГнРГ оказывали влияние на митотическую активность париетальных клеток в период грудного вскармливания, что свидетельствует о возможной роли рецепторов ГнРГ в регуляции клеточной пролиферации [40].

L. Chen и соавт. показали, что ГнРГ и мРНК его рецептора локализуются преимущественно в цитоплазме культивируемых париетальных клеток желудка [7]. Аналог ГнРГ аларелин подавлял секрецию соляной кислоты как за счет прямого воздействия на париетальные клетки, так и посредством ингибирования вагусных влияний. Кроме того, рецепторы ГнРГ выявлены в гладкомышечных клетках желудка, где аларелин ингибировал их пролиферацию и синтез ДНК. Предполагается, что ГнРГ может продуцироваться париетальными клетками и оказывать аутокринное и паракринное регуляторное действие.

Грелин, октаноилированный пептид, преимущественно синтезируемый в желудке, является эндогенным лигандом рецептора гормона роста и участвует в регуляции пищевого поведения. Его влияние на секрецию гормона роста реализуется как непосредственно на уровне гипофиза, так и опосредованно через модуляцию высвобождения ГнРГ в гипоталамусе. Установлено, что грелин ингибирует циклическую секрецию гонадотропинов. In vivo он снижает секрецию ЛГ у самцов крыс препубертатного возраста и у животных после гонадэктомии, не влияя на уровень ФСГ. In vitro грелин оказывает разнонаправленное влияние на ответ гипофиза на ГнРГ: подавляет секрецию ЛГ и усиливает секрецию ФСГ. Таким образом, грелин может участвовать в регуляции соотношения ЛГ/ФСГ при различных физиологических и патологических состояниях [41].

Данные клинических исследований

Данные о влиянии ГнРГ на желудок ограничены. В качестве возможного примера взаимодействия ЖКТ с гипоталамо-гипофизарной системой T. Imaki и соавт. описали случай инфаркта гипофиза, развившегося, вероятно, после желудочно-кишечного кровотечения на фоне язвенной болезни, ассоциированной с сахарным диабетом [42].

В тканях желудка выявлены ГнРГR, что указывает на возможность прямого влияния гормона на функциональную активность его клеток, а также на реализацию эффектов через вагус-зависимые механизмы. Предполагается, что ГнРГ может синтезироваться париетальными клетками желудка и оказывать аутокринное и паракринное регуляторное действие. Вместе с тем, по данным ряда исследований, ГнРГ не влияет на функциональную активность желудочных клеток, а преимущественно участвует в регуляции их пролиферации.

Кроме того, обсуждается возможность обратного влияния желудка на гипоталамическую регуляцию: биологически активные вещества, синтезируемые в желудке, могут модулировать секрецию ГнРГ в гипоталамусе.

Действие гонадотропин-рилизинг-гормона на кишечник

Экспрессия мРНК ГнРГ выявлена в кишечнике человека; в нем же происходит микросомальный гидролиз агониста ГнРГ — лейпрорелина. В экспериментальных исследованиях показано, что участки связывания ГнРГ в значительном количестве имеются в кишечнике рыб (Sparus aurata), при этом их экспрессия существенно увеличивается при экзогенном введении гормона. Эти данные указывают на возможность прямого воздействия ГнРГ на ткани кишечника.

Обнаружены ЛГR в энтеральных нейронах на протяжении всего ЖКТ как у человека, так и у животных. В то же время, по данным большинства исследований, экспрессия рецепторов ГнРГR в кишечных нейронах у человека и крыс не выявлена [5, 11, 43].

Данные экспериментальных исследований

Наличие ГнРГR на нервных клетках кишечника изучалось в условиях in vitro. Первичную культуру нейронов миентерального сплетения кишечника взрослых крыс подвергали однократному и многократному воздействию аналога ГнРГ (бусерелина) и аналога ЛГ (лютротропина-альфа). Показано, что снижение выживаемости нейронов наблюдалось только при воздействии аналога ЛГ, тогда как аналог ГнРГ такого эффекта не вызывал. При этом в культивируемых нейронах выявлена экспрессия LHR, но не рецепторов ГнРГ. Эти данные позволяют предположить, что ГнРГ-индуцированная энтеральная нейропатия in vivo реализуется опосредованно — через высвобождение ЛГ и активацию его рецепторов [11].

У крыс, получавших бусерелин, отмечалось снижение массы тела по сравнению с контрольной группой. Кроме того, введение препарата сопровождалось потерей миентеральных нейронов в подвздошной и толстой кишке [44]. Аналогичные данные о развитии дегенеративной нейропатии и ганглионеврита, приводящих к апоптозу кишечных нейронов после введения бусерелина, представлены и другими исследователями [11, 45].

Ряд исследований указывает на важную роль эстрогенов в канцерогенезе колоректального рака. У 6-дневных мышей линии Apc(Min/+) введение гонадорелина (150 нг/мышь) сопровождалось снижением экспрессии провоспалительных генов (COX-2, mPGES-1, iNOS), уменьшением числа стволоподобных клеток и увеличением количества натуральных киллеров и ассоциированных с ними хемокинов. Снижение уровня эстрогенов и модуляция их рецепторов приводили к подавлению канцерогенеза в тонкой и толстой кишке у самок мышей [46].

В эксперименте на мышах линии C57BL/6J (самках, а также интактных и кастрированных самцах), подвергнутых тотальному облучению (12 Гр), предварительное введение лейпрорелина (0,054 мг на 1 кг массы тела в месяц внутрибрюшинно в течение 3 месяцев) уменьшало выраженность радиационно-индуцированного повреждения тонкой и толстой кишки и увеличивало количество регенерирующих крипт, вероятно, за счет снижения окислительного стресса [47].

Состав и функции кишечной микробиоты изменяются в период синхронизации эструса под влиянием репродуктивных гормонов [48]. В свою очередь кишечная микробиота может влиять на систему ГнРГ. Так, липополисахарид Salmonella enteritidis даже в субклинических концентрациях может нарушать регуляцию нейроэндокринной оси, в том числе посредством воздействия на ГнРГ-систему [49].

У крыс с ожирением и преждевременным половым созреванием отмечено повышение экспрессии гипоталамических мРНК кисспептина и ГнРГ, сопровождавшееся снижением содержания короткоцепочечных жирных кислот и дисбиозом кишечной микробиоты. Добавление короткоцепочечных жирных кислот в рацион с высоким содержанием жиров способствовало нормализации нейроэндокринной регуляции, снижению секреции ГнРГ и замедлению активации половой оси через кисспептин-зависимые механизмы [50].

Введение Bacillus licheniformis в рацион кур-несушек сопровождалось улучшением продуктивных показателей, включая яйценоскость и качество яиц, а также повышением уровня ГнРГ при одновременном снижении секреции грелина [51].

Данные клинических исследований

J.S. Ho и соавт. показали, что клетки миентерального сплетения экспрессируют ГнРГR, которые могут связывать экзогенно введенные аналоги гормона [52]. У 22 пациентов женского пола с симптомами тяжелого нарушения моторики кишечника O. Hammar и соавт. найдена экспрессия ГнРГ в энтеральной нервной системе [53]. У таких больных происходят снижение количества ГнРГ-содержащих нейронов в нервной ткани кишечника и экспрессия антител против этого гормона в сыворотке, но это не всегда обусловлено гормональной терапией в предыдущий период. О нарушениях моторики ЖКТ, иногда очень тяжелых и связанных с потерей кишечных нейронов после применения ГнРГ, сообщают B. Ohlsson и соавт. [45] и O. Hammar и соавт. [10], но авторы последней публикации отрицают возможность выраженных дисфункций кишечника как прямых последствий гормонотерапии.

На фоне этого B. Ohlsson и соавт. обнаружили в плазме крови аномальный иммунный профиль с высокими титрами аутоантител к ГнРГ после лечения его аналогами [45]. O. Hammar и соавт. сначала описали наличие антител против ГнРГ в сыворотке крови у пациентов после применения аналогов ГнРГ [53], но затем привели данные, что бусерелин не увеличивал образования антител против ГнРГ, ЛГ или их рецепторов [10].

Доказано наличие ГнРГR в клетках аденокарциномы толстой кишки [8]. В связи с этим препараты для таргетной химиотерапии часто конъюгируют с ГнРГ, что обусловливает адресную доставку противораковых средств в клеточные элементы опухоли [54].

У пациентов, перенесших неоадъювантную андрогенную аблацию при раке предстательной железы, были менее выражены явления радиационно-индуцированной кишечной токсичности, главным образом из-за уменьшения объема нормальной ткани, подвергавшейся воздействию высоких доз радиации [47].

Поджелудочная железа и система гонадотропин-рилизинг-гормона

Данные о влиянии ГнРГ на поджелудочную железу ограничиваются преимущественно экспериментальными исследованиями, тогда как клинические сведения практически отсутствуют.

Кисспептин и его рецепторы экспрессируются в поджелудочной железе и участвуют в поддержании глюкозной толерантности и энергетического гомеостаза [15]. По данным C. Chu и соавт., ГнРГR выявлены в островковых клетках поджелудочной железы крыс [9]. Вместе с тем L. Wang и соавт. указывают на их локализацию преимущественно в экзокринной части органа [6].

Отмечено, что ФСГ оказывает двунаправленное регуляционное воздействие на продукцию инсулина и глюкагона in vitro. В поджелудочной железе крыс найдено множество клеточных элементов с экспрессией ФСГR. На некоторых островковых клетках возможна совместная экспрессия ГнРГR и ФСГR. Причем ГнРГ может регулировать эндокринную функцию поджелудочной железы напрямую через свой рецептор и косвенно — посредством изменения продукции ФСГ [9].

Обнаружена связь между ГнРГ и метаболизмом глюкозы. У небеременных крыс Sprague-Dawley диета с высоким содержанием холестерина не приводила к существенным различиям в уровнях мРНК ГнРГ в поджелудочной железе, но при беременности и получении аналогичного корма содержание этой мРНК заметно увеличивалось. Причем у крыс, которые получали стандартное лабораторное питание, не было существенных различий в уровнях мРНК ГнРГ до и во время беременности. Учитывая существенное увеличение уровня инсулина натощак у беременных, можно предположить, что ГнРГ определяет секрецию гормонов поджелудочной железы путем и аутокринного, и паракринного воздействия на островковые клетки [6].

M. Inaba и соавт. описали случаи из практики, когда у пациентов после андрогендепривационной терапии рака предстательной железы с применением аналога ГнРГ лейпролида ацетата развилась выраженная гипергликемия, а также снизилась чувствительность к инсулину [55].

Вазоактивный кишечный пептид — белок, вырабатываемый клетками поджелудочной железы, представляет собой нейропептид из 28 аминокислот, регулирует высвобождение ЛГ посредством прямой регуляции нейронов кисспептина и ГнРГ на уровне мозга и влияет на кровеносные сосуды стенки кишечника. Экзогенный пептид увеличивал электрическую активность нейронов ГнРГ во время проэструса [56, 57]. Но, по данным R. Piet и соавт., реактивность кишечного пептида в нейронах ГнРГ существенно не различалась у диэстральных и проэстральных мышей до или во время ожидаемого предовуляторного всплеска [58]. A.S. Kauffman и соавт. показали, что вазоактивный кишечный пептид по-разному влияет на активацию нейронов ГнРГ и кисспептина самок крыс в зависимости от их возраста [59].

Таргетная терапия опухолей находится в центре внимания исследований терапии рака. Поскольку ГнРГR есть в опухолях поджелудочной железы, аналоги ГнРГ способны избирательно доставлять конъюгированные противораковые агенты в опухолевые клетки, которые в высокой степени экспрессируют ГнРГR, в том числе и в клеточные элементы рака поджелудочной железы. Лечение in vivo хомяков, больных раком поджелудочной железы, микрокапсулами агониста ГнРГ вызывало гистопатологическую регрессию опухолей [8, 60].

Многие исследователи сообщают о наличии ГнРГR в поджелудочной железе, но в литературе нет однозначного мнения о локализации этих рецепторов. Есть данные о ГнРГR на клетках островков Лангерганса, тогда как другие авторы пишут исключительно об экзокринной части органа.

Заключение

Гонадотропин-рилизинг-гормон и его рецепторы широко представлены в органах желудочно-кишечного тракта, что свидетельствует о возможности прямого и многоуровневого влияния гормона на пищеварительную систему. Показано участие гонадотропин-рилизинг-гормона в регуляции метаболических процессов печени, включая липидный и углеводный обмен, при этом его применение может сопровождаться развитием метаболических нарушений, но данные являются противоречивыми.

Результаты исследований, посвященных влиянию гонадотропин-рилизинг-гормона на энтеральную нервную систему и поджелудочную железу, носят неоднозначный характер, включая вопросы экспрессии рецепторов и формирования аутоиммунных реакций. В то же время обнаружение рецепторов гонадотропин-рилизинг-гормона в опухолях органов пищеварительной системы открывает перспективы для разработки таргетных терапевтических подходов.

В целом высокая вариабельность и противоречивость имеющихся данных указывают на недостаточную изученность взаимодействия гонадотропин-рилизинг-гормона с органами желудочно-кишечного тракта и необходимость дальнейших фундаментальных и клинических исследований, включая оценку его роли в иммунных структурах пищеварительной системы.

Финансирование. Исследование поддержано в рамках государственного задания ФГБУН ИХБФМ СО РАН № 125012300674-9 «Фундаментальные основы сохранения здоровья нации». Финансовой поддержки со стороны кампаний-производителей лекарственных препаратов, а также других спонсоров авторы не получали.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Funding. This work was supported by the Russian state-funded project for ICBFM SB RAS (grant number 125012300674-9). The authors did not receive financial support from companies manufacturing equipment, reagents and drugs.

Литература / References:

  1. Майбородин И.В., Пичигина А.К., Майбородина В.И., Лушникова Е.Л. Физиологические аспекты применения аналогов гонадотропин-рилизинг-гормона в акушерско-гинекологической клинике и эксперименте. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2022;108(11):1393-1409. https://doi.org/10.1134/S0022093022060163
  2. Майбородин И.В., Шеплев Б.В. Андрологические аспекты эффектов агонистов гонадотропин-рилизинг-гормона в эксперименте и клинике. Acta Biomedica Scientifica. 2024;9(6):85-99.  https://doi.org/10.29413/ABS.2024-9.6.9
  3. Майбородин И.В., Маринкин И.О., Оноприенко Н.В., Майбородина В.И. Гонадотропин-рилизинг-гормон и органы иммунной системы. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2024;110(7):1075-1089. https://doi.org/10.1134/S0022093024040197
  4. Ladisa C, Ma Y, Habibi HR. Metabolic Changes During Growth and Reproductive Phases in the Liver of Female Goldfish (Carassius auratus). Frontiers in Cell and Developmental Biology. 2022;10:834688. https://doi.org/10.3389/fcell.2022.834688
  5. González-Martínez D, Sarasquete C, Pascual E, Muñoz-Cueto JA. Expression of gonadotrophin-releasing hormone binding sites in somatic tissues of the gilthead seabream (Sparus aurata): a quantitative autoradiographic study. Histology and Histopathology. 2006;21(10):1065-1073. https://doi.org/10.14670/HH-21.1065
  6. Wang L, Cao H, Jiang N, Zhang N, Zhang J, Hou R, Chen C, Wang Y, Li X, Li D, Ji Q. Differential expression of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) in pancreas during rat pregnancy. Endocrine. 2009;36(3):538-545.  https://doi.org/10.1007/s12020-009-9264-1
  7. Chen L, Yin SD, Sun XD.  EffectsofGnRH-Ianalogoninositol1,4,5-triphosphate(IP(3))ingastricparietalcellsofratsinvitro].Xibaoyufenzimianyixuezazhi=ChineseJournalofCellularandMolecularImmunology.2009;25(2):111-114.
  8. Aguilar-Rojas A, Huerta-Reyes M. Human gonadotropin-releasing hormone receptor-activated cellular functions and signaling pathways in extra-pituitary tissues and cancer cells (Review). Oncology Reports. 2009;22(5):981-990.  https://doi.org/10.3892/or_00000525
  9. Chu C, Xu B, Huang W. A study on expression of FSH and its effects on the secretion of insulin and glucagon in rat pancreas. Tissue and Cell. 2010;42(6):370-375.  https://doi.org/10.1016/j.tice.2010.09.001
  10. Hammar O, Veress B, Montgomery A, Ohlsson B. Expression of Luteinizing Hormone Receptor in the Gastrointestinal Tract in Patients with and without Dysmotility. Drug Target Insights. 2012;6:13-18.  https://doi.org/10.33393/dti.2012.2403
  11. Sand E, Voss U, Ohlsson B, Ekblad E. Luteinizing hormone receptors are expressed in rat myenteric neurons and mediate neuronal loss. Autonomic Neuroscience. 2015;193:104-107.  https://doi.org/10.1016/j.autneu.2015.10.001
  12. Zoghi M, Jalilian AR, Niazi A, Johari-Daha F, Alirezapour B, Ramezanpour S. Development of a (68)Ga-peptide tracer for PET GnRH1-imaging. Annals of Nuclear Medicine. 2016; 30(6):400-408.  https://doi.org/10.1007/s12149-016-1074-y
  13. Cao N, Cao L, Gao M, Wang H, Zhang L, Yang L. Changes in mRNA and protein levels of gonadotropin releasing hormone and receptor in ovine thymus, lymph node, spleen, and liver during early pregnancy. Domestic Animal Endocrinology. 2021;76:106607. https://doi.org/10.1016/j.domaniend.2021.106607
  14. Fanis P, Neocleous V, Papapetrou I, Phylactou LA, Skordis N. Gonadotropin-Releasing Hormone Receptor (GnRHR) and Hypogonadotropic Hypogonadism. International Journal of Molecular Sciences. 2023;24(21):15965. https://doi.org/10.3390/ijms242115965
  15. Patel B, Koysombat K, Mills EG, Tsoutsouki J, Comninos AN, Abbara A, Dhillo WS. The Emerging Therapeutic Potential of Kisspeptin and Neurokinin B. Endocrine Reviews. 2024;45(1):30-68.  https://doi.org/10.1210/endrev/bnad023
  16. Jyrkäs J, Tolonen A. Hepatic in vitro metabolism of peptides; Comparison of human liver S9, hepatocytes and Upcyte hepatocytes with cyclosporine A, leuprorelin, desmopressin and cetrorelix as model compounds. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 2021;196:113921. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2021.113921
  17. Li H, Zhang G, Guo Y, Deng J, Fischer H, Craig LB, Kem DC, Yu X. Autoimmune activation of the GnRH receptor induces insulin resistance independent of obesity in a female rat model. Physiological Reports. 2021;8(24):e14672. https://doi.org/10.14814/phy2.14672
  18. Liu X, Zhu L, Ma J, Qiao X, Zhu D, Liu L, Leng X. Target-specific delivery of siRNA into hepatoma cells’ cytoplasm by bifunctional carrier peptide. Drug Delivery and Translational Research. 2017;7(1):147-155.  https://doi.org/10.1007/s13346-016-0348-1
  19. Eluu SC, Obayemi JD, Salifu AA, Yiporo D, Oko AO, Aina T, Oparah JC, Ezeala CC, Etinosa PO, Ugwu CM, Esimone CO, Soboyejo WO. In-vivo studies of targeted and localized cancer drug release from microporous poly-di-methyl-siloxane (PDMS) devices for the treatment of triple negative breast cancer. Scientific Reports. 2024;14(1):31.  https://doi.org/10.1038/s41598-023-50656-6
  20. Kyritsi K, Meng F, Zhou T, Wu N, Venter J, Francis H, Kennedy L, Onori P, Franchitto A, Bernuzzi F, Invernizzi P, McDaniel K, Mancinelli R, Alvaro D, Gaudio E, Alpini G, Glaser S. Knockdown of Hepatic Gonadotropin-Releasing Hormone by Vivo-Morpholino Decreases Liver Fibrosis in Multidrug Resistance Gene 2 Knockout Mice by Down-Regulation of miR-200b. American Journal of Pathology. 2017;187(7):1551-1565. https://doi.org/10.1016/j.ajpath.2017.03.013
  21. Hua L, Feng B, Huang L, Li J, Luo T, Jiang X, Han X, Che L, Xu S, Lin Y, Fang Z, Wu D, Zhuo Y. Time-restricted feeding improves the reproductive function of female mice via liver fibroblast growth factor 21. Clinical and Translational Medicine. 2020;10(6):e195. https://doi.org/10.1002/ctm2.195
  22. Klenke U, Taylor-Burds C, Wray S. Metabolic influences on reproduction: adiponectin attenuates GnRH neuronal activity in female mice. Endocrinology. 2014;155(5):1851-1863. https://doi.org/10.1210/en.2013-1677
  23. Yang G, Song Q, Sun C, Qin J, Jia J, Yuan X, Zhang Y, Li W. Ctrp9 and adiponectin receptors in Nile tilapia (Oreochromis niloticus): Molecular cloning, tissue distribution and effects on reproductive genes. General and Comparative Endocrinology. 2018;265:160-173.  https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2018.05.033
  24. McMillin M, Frampton G, Quinn M, Divan A, Grant S, Patel N, Newell-Rogers K, DeMorrow S. Suppression of the HPA Axis During Cholestasis Can Be Attributed to Hypothalamic Bile Acid Signaling. Molecular Endocrinology. 2015;29(12):1720-1730. https://doi.org/10.1210/me.2015-1087
  25. Aapkes SE, Bernts LHP, van den Berg AP, van den Berg M, Blokzijl H, Cantineau AEP, van Gastel MDA, de Haas RJ, Kappert P, Müller RU, Nevens F, Torra R, Visser A, Drenth JPH, Gansevoort RT. Protocol for a randomized controlled multicenter trial assessing the efficacy of leuprorelin for severe polycystic liver disease: the AGAINST-PLD study. BMC Gastroenterology. 2022;22(1):82.  https://doi.org/10.1186/s12876-022-02142-y
  26. Zhong H, Hu J, Zhou Y. Transcriptomic evidence of luteinizing hormone-releasing hormone agonist (LHRH-A) regulation on lipid metabolism in grass carp (Ctenopharyngodon idella). Genomics. 2021;113(1 Pt 2):1265-1271. https://doi.org/10.1016/j.ygeno.2020.09.043
  27. Gild P, Cole AP, Krasnova A, Dickerman BA, von Landenberg N, Sun M, Mucci LA, Lipsitz SR, Chun FK, Nguyen PL, Kibel AS, Choueiri TK, Basaria S, Trinh QD. Liver Disease in Men Undergoing Androgen Deprivation Therapy for Prostate Cancer. The Journal of Urology. 2018;200(3):573-581.  https://doi.org/10.1016/j.juro.2018.03.135
  28. Sawazaki H, Kitamura Y, Yagi K, Arai Y. Impact of Androgen Deprivation Therapy on Non-Alcoholic Fatty Liver Disease in Patients with Prostate Cancer: A CT Evaluation. Urologia Internationalis. 2020;104(5-6):425-430.  https://doi.org/10.1159/000507351
  29. Fushimi C, Tada Y, Takahashi H, Nagao T, Ojiri H, Masubuchi T, Matsuki T, Miura K, Kawakita D, Hirai H, Hoshino E, Kamata S, Saotome T. A prospective phase II study of combined androgen blockade in patients with androgen receptor-positive metastatic or locally advanced unresectable salivary gland carcinoma. Annals of Oncology. 2018;29(4):979-984.  https://doi.org/10.1093/annonc/mdx771
  30. Valentine A, Davis S, Furniss A, Dowshen N, Kazak AE, Lewis C, Loeb DF, Nahata L, Pyle L, Schilling LM, Sequeira GM, Nokoff N. Multicenter Analysis of Cardiometabolic-related Diagnoses in Transgender and Gender-Diverse Youth: A PEDSnet Study. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 2022;107(10):e4004-e4014. https://doi.org/10.1210/clinem/dgac469
  31. Sasaki Y, Kajino H, Gotoda H. A Case of Nonalcoholic Steatohepatitis in Central Precocious Puberty Aggravated by Gonadotropin-releasing Hormone Analog. JPGN Reports. 2020;1(2):e014. https://doi.org/10.1097/PG9.0000000000000014
  32. Kasaven LS, Goumenou A, Adegoke K. Multiorgan failure associated with severe ovarian hyperstimulation syndrome due to inadequate protocol optimisation: a rare but avoidable complication. BMJ Case Reports. 2018;2018:bcr2017223418. https://doi.org/10.1136/bcr-2017-223418
  33. Schagen SE, Cohen-Kettenis PT, Delemarre-van de Waal HA, Hannema SE. Efficacy and Safety of Gonadotropin-Releasing Hormone Agonist Treatment to Suppress Puberty in Gender Dysphoric Adolescents. The Journal of Sexual Medicine. 2016;13(7):1125-1132. https://doi.org/10.1016/j.jsxm.2016.05.004
  34. Tebbens M, Schutte M, Troelstra MA, Bruinstroop E, de Mutsert R, Nederveen AJ, den Heijer M, Bisschop PH. Sex Steroids Regulate Liver Fat Content and Body Fat Distribution in Both Men and Women: A Study in Transgender Persons. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 2023;109(1):e280-e290. https://doi.org/10.1210/clinem/dgad409
  35. Yoon EL, Yuk JS. Use of Ulipristal Acetate and Risk of Liver Disease: A Nationwide Cohort Study. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 2021;106(6):1773-1782. https://doi.org/10.1210/clinem/dgab081
  36. Alshehre SM, Duffy S, Jones G, Ledger WL, Metwally M. A prospective, single-centre, single-arm, open label study of the long term use of a gonadotropin releasing hormone agonist (Triptorelin SR, 11.25 mg) in combination with Tibolone add-back therapy in the management of chronic cyclical pelvic pain. Reproductive Biology and Endocrinology. 2020;18(1):28.  https://doi.org/10.1186/s12958-020-00586-z
  37. Taché Y, Vale W, Rivier J, Brown M. Brain regulation of gastric secretion: influence of neuropeptides. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1980;77(9):5515-5519. https://doi.org/10.1073/pnas.77.9.5515
  38. Soldani G, Del Tacca M, Bambini G, Polloni A, Bernardini C, Martinotti E, Martino E. Effects of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) on gastric secretion and gastrin release in the dog. Journal of Endocrinological Investigation. 1982;5(6):393-396.  https://doi.org/10.1007/BF03350539
  39. Nakane T, Kanie N, Audhya T, Hollander CS. The effects of centrally administered neuropeptides on the development of gastric lesions in the rat. Life Sciences. 1985;36(12):1197-1203. https://doi.org/10.1016/0024-3205(85)90238-3
  40. Gama P, Alvares EP. Localization of luteinizing-hormone releasing hormone binding sites in the gastric mucosa of suckling rats. Anatomical Record. 2001;264(1):43-50.  https://doi.org/10.1002/ar.1123
  41. Motta G, Allasia S, Ghigo E, Lanfranco F. Ghrelin Actions on Somatotropic and Gonadotropic Function in Humans. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 2016;138:3-25.  https://doi.org/10.1016/bs.pmbts.2015.11.001
  42. Imaki T, Yamada S, Harada S, Tsuchiya M, Sano T, Demura H. Amelioration of acromegaly after pituitary infarction due to gastrointestinal hemorrhage from gastric ulcer. Endocrine Journal. 1999;46(1):147-151.  https://doi.org/10.1507/endocrj.46.147
  43. Jyrkäs J, Lassila T, Tolonen A. Extrahepatic in vitro metabolism of peptides; comparison of human kidney and intestinal S9 fraction, human plasma and proximal tubule cells, using cyclosporine A, leuprorelin, and cetrorelix as model compounds. Journal of pharmaceutical and Biomedical Analysis. 2023;225:115219. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2022.115219
  44. Jönsson A, Sand E, Ekblad E, Ohlsson B. Long-term follow-up of buserelin-induced enteric neuropathy in rats. Molecular Medicine Reports. 2016;13(4):3507-3513. https://doi.org/10.3892/mmr.2016.4968
  45. Ohlsson B, Ekblad E, Veress B, Montgomery A, Janciauskiene S. Antibodies against gonadotropin-releasing hormone (GnRH) and destruction of enteric neurons in 3 patients suffering from gastrointestinal dysfunction. BMC Gastroenterology. 2010;10:48.  https://doi.org/10.1186/1471-230X-10-48
  46. Janakiram NB, Mohammed A, Brewer M, Bryant T, Biddick L, Lightfoot S, Pathuri G, Gali H, Rao CV. Raloxifene and antiestrogenic gonadorelin inhibits intestinal tumorigenesis by modulating immune cells and decreasing stem-like cells. Cancer Prevention Research. 2014;7(3):300-309.  https://doi.org/10.1158/1940-6207.CAPR-13-0345
  47. Mangoni M, Sottili M, Gerini C, Fucci R, Pini A, Calosi L, Bonomo P, Detti B, Greto D, Meattini I, Simontacchi G, Loi M, Scartoni D, Furfaro I, Pallotta S, Livi L. Protective Effect of Leuprorelin on Radiation-induced Intestinal Toxicity. Anticancer Research. 2015;35(7):3875-3884.
  48. Wu D, Wang C, Simujide H, Liu B, Chen Z, Zhao P, Huangfu M, Liu J, Gao X, Wu Y, Li X, Chen H, Chen A. Reproductive Hormones Mediate Intestinal Microbiota Shifts during Estrus Synchronization in Grazing Simmental Cows. Animals (Basel). 2022;12(14):1751. https://doi.org/10.3390/ani12141751
  49. Mikołajczyk A, Złotkowska D. Subclinical Lipopolysaccharide from Salmonella Enteritidis Induces Dysregulation of Bioactive Substances from Selected Brain Sections and Glands of Neuroendocrine Axes. Toxins (Basel). 2019;11(2):91.  https://doi.org/10.3390/toxins11020091
  50. Wang L, Xu H, Tan B, Yi Q, Liu H, Deng H, Chen Y, Wang R, Tian J, Zhu J. Gut microbiota and its derived SCFAs regulate the HPGA to reverse obesity-induced precocious puberty in female rats. Frontiers in Endocrinology. 2022;13:1051797. https://doi.org/10.3389/fendo.2022.1051797
  51. Wang Y, Du W, Lei K, Wang B, Wang Y, Zhou Y, Li W. Effects of Dietary Bacillus licheniformis on Gut Physical Barrier, Immunity, and Reproductive Hormones of Laying Hens. Probiotics and Antimicrobial Proteins. 2017;9(3):292-299.  https://doi.org/10.1007/s12602-017-9252-3
  52. Ho JS, Nagle GT, Mathias JR, Clench MH, Fan X, Kalmaz GD, Sallustio JE, Eaker EY. Presence of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) receptor mRNA in rat myenteric plexus cells. Comparative Biochemistry and Physiology. 1996;113(4):817-821.  https://doi.org/10.1016/0305-0491(95)02114-0
  53. Hammar O, Ohlsson B, Veress B, Alm R, Fredrikson GN, Montgomery A. Depletion of enteric gonadotropin-releasing hormone is found in a few patients suffering from severe gastrointestinal dysmotility. Scandinavian Journal of Gastroenterology. 2012;47(10):1165-1173. https://doi.org/10.3109/00365521.2012.706826
  54. Kapuvári B, Hegedüs R, Schulcz Á, Manea M, Tóvári J, Gacs A, Vincze B, Mező G. Improved in vivo antitumor effect of a daunorubicin — GnRH-III bioconjugate modified by apoptosis inducing agent butyric acid on colorectal carcinoma bearing mice. Investigational New Drugs. 2016;34(4):416-423.  https://doi.org/10.1007/s10637-016-0354-7
  55. Inaba M, Otani Y, Nishimura K, Takaha N, Okuyama A, Koga M, Azuma J, Kawase I, Kasayama S. Marked hyperglycemia after androgen-deprivation therapy for prostate cancer and usefulness of pioglitazone for its treatment. Metabolism. 2005;54(1):55-59.  https://doi.org/10.1016/j.metabol.2004.07.010
  56. Mansano NDS, Paradela RS, Bohlen TM, Zanardi IM, Chaves FM, Silveira MA, Tavares MR, Donato J Jr, Frazao R. Vasoactive intestinal peptide exerts an excitatory effect on hypothalamic kisspeptin neurons during estrogen negative feedback. Molecular and Cellular Endocrinology. 2022;542:111532. https://doi.org/10.1016/j.mce.2021.111532
  57. Tanaka S, Zmora N, Levavi-Sivan B, Zohar Y. Vasoactive Intestinal Peptide Indirectly Elicits Pituitary LH Secretion Independent of GnRH in Female Zebrafish. Endocrinology. 2022;163(2):bqab264. https://doi.org/10.1210/endocr/bqab264
  58. Piet R, Dunckley H, Lee K, Herbison AE. Vasoactive Intestinal Peptide Excites GnRH Neurons in Male and Female Mice. Endocrinology. 2016;157(9):3621-3630. https://doi.org/10.1210/en.2016-1399
  59. Kauffman AS, Sun Y, Kim J, Khan AR, Shu J, Neal-Perry G. Vasoactive intestinal peptide modulation of the steroid-induced LH surge involves kisspeptin signaling in young but not in middle-aged female rats. Endocrinology. 2014;155(6):2222-2232. https://doi.org/10.1210/en.2013-1793
  60. Murányi J, Varga A, Gurbi B, Gyulavári P, Mező G, Vántus T. In Vitro Imaging and Quantification of the Drug Targeting Efficiency of Fluorescently Labeled GnRH Analogues. Journal of Visualized Experiments. 2017;(121):55529. https://doi.org/10.3791/55529

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.