Введение

Эндометриоз представляет собой гинекологическое заболевание, характеризующееся наличием за пределами полости матки ткани, морфологически и функционально схожей с эндометрием, и в ряде случаев имеющее хроническое рецидивирующее течение [1]. По данным Всемирной организации здравоохранения, эндометриоз поражает более 190 млн женщин репродуктивного возраста во всем мире, что составляет приблизительно 10% данной популяции и делает это заболевание значимой проблемой общественного здравоохранения [2, 3].

Воспаление, обусловленное наличием очагов эндометриоза и поддерживаемое совокупностью взаимосвязанных патогенетических факторов — перегрузкой железом, резистентностью к ферроптозу и деградацией эритроцитов с последующей генерацией активных форм кислорода, оксидативным стрессом и активацией NF-κB-зависимых провоспалительных каскадов, патологической M2-поляризацией перитонеальных макрофагов с гиперсекрецией интерлейкина (IL)-6, IL-8, моноцитарного хемоаттрактантного белка-1 (MCP-1) и фактора роста эндотелия сосудов (VEGF-A), а также опосредованной трансформирующим фактором роста β1 (TGF-β1) активацией профибротических сигнальных путей, приводит к формированию перитонеальных спаек, неоваскуляризации и фиброзной трансформации тканей [4—9]. Перечисленные факторы могут обусловливать прогрессию заболевания, что в результате приводит к снижению репродуктивного потенциала и качества жизни пациенток в целом [10—12].

Одной из перспективных концепций патогенеза эндометриоза является генетико-эпигенетическая теория, предложенная P. Koninckx, L. Adamyan и соавт. в 2019 г. Согласно этой теории, развитие заболевания обусловлено совокупностью наследственных генетических и приобретенных эпигенетических нарушений. К ним относятся молекулярно-биологические изменения в эутопическом эндометрии, прогестеронорезистентность и локальная гиперпродукция эстрогенов в очагах эндометриоза, а также нарушения врожденного и приобретенного иммунитета. При этом прогрессирование роста очагов определяется накоплением дополнительных приобретенных генетических и эпигенетических событий, последовательно нарушающих регуляцию клеточных процессов и функциональную избыточность сигнальных каскадов [13].

Наследственность играет важную роль в патогенезе эндометриоза: распространенность заболевания среди родственниц первой степени родства превышает популяционную в 6—9 раз. Эти данные, наряду с зафиксированной конкордантностью у монозиготных близнецов и сходством возраста дебюта заболевания у сибсов, послужили основанием для проведения международного исследования Oxford Endometriosis Gene (OXEGENE) по идентификации локусов генетической предрасположенности к эндометриозу, в состав которого также вошли отечественные данные, собранные под руководством профессора Л.В. Адамян. В рамках исследования изучено более 700 семей, включающих свыше 1000 пациенток с верифицированным эндометриозом из разных стран мира. Сегрегационный анализ в рамках исследования исключил роль единственного мажорного гена в инициации эндометриоза и подтвердил полигенный характер наследования заболевания [14]. Согласно ранее опубликованным данным, полигенная природа эндометриоза подтверждается данными полногеномных исследований ассоциаций (GWAS), выявивших множественные однонуклеотидные полиморфизмы (SNP) в локусах, регулирующих пути стероидных половых гормонов. В частности, идентифицированы ключевые гены-кандидаты — WNT4, участвующие в регуляции пролиферации и дифференцировки эндометриальных клеток, GREB1, обеспечивающие эстрогензависимую транскрипцию, IL1A, кодирующие провоспалительный цитокин IL-1α, и FSHB, регулирующие синтез фолликулостимулирующего гормона. Причем генетические варианты в данных локусах ассоциированы также с коморбидными аутоиммунными и воспалительными заболеваниями, что указывает на системный характер наследуемой предрасположенности [9, 15].

Наряду с генетической предрасположенностью, важнейшую роль в патогенезе эндометриоза играют приобретенные эпигенетические нарушения, формирующиеся под воздействием ключевых патологических механизмов заболевания. Персистирующий оксидативный стресс, обусловленный избыточным накоплением железа вследствие деградации эритроцитов в очагах эндометриоза с высвобождением активных форм кислорода, индуцирует повреждение ДНК и нарушает паттерны геномного метилирования, создавая условия для аберрантной экспрессии генов-регуляторов клеточного цикла и апоптоза [4, 5]. Ферроптоз, реализующийся через PARP1/SIRT1-зависимые сигнальные механизмы и подавление системы GPX4/GSH, дополнительно поддерживает провоспалительное микроокружение, в котором нарастающие эпигенетические модификации хроматина закрепляют патологические программы клеточной персистенции в очагах эндометриоза [6]. Сообщается, что TGF-β1, уровень экспрессии которого значительно повышен в тканях и биологических жидкостях пациенток с эндометриозом, активирует SMAD2/3-зависимые сигнальные каскады и индуцирует экспрессию miR-21, опосредуя эпигенетически обусловленные процессы эпителиально-мезенхимального перехода, подавления апоптоза и прогрессирующего фиброгенеза [8]. Совокупность эпигенетических нарушений при эндометриозе реализуется в спектре клинических симптомов: дисменорее, диспареунии, хронической тазовой боли, отсутствии эффекта от медикаментозного лечения, прогрессирующем спаечном процессе, нарушении имплантации, снижении овариального резерва и эндометриоз-ассоциированном бесплодии в целом [15].

Важным аспектом патогенеза эндометриоза является накопление соматических мутаций в генах-драйверах в очагах эндометриоза. В обзоре Л.В. Адамян и соавт., опубликованном в журнале Fertility and Sterility Reviews в 2025 г., включавшем 15 оригинальных исследований с применением секвенирования нового поколения (NGS) и цифровой капельной полимеразной цепной реакции (ПЦР), была оценена частота соматических мутаций в образцах тканей очагов эндометриоза, полученных от 742 пациенток с данным заболеванием. По результатам анализа, у пациенток наиболее часто выявлялись мутации в гене KRAS — в 25,5% случаев, а также в генах ARID1A (6,6%), PIK3CA (6,5%), CTNNB1 (3,1%), PTEN (1,2%) и TP53 (0,7%). Нарушая ключевые внутриклеточные сигнальные каскады RafERK, PI3K/AKT/mTOR и TGF-β/Smad, данные мутации обеспечивают клеткам очагов селективное пролиферативное преимущество и устойчивость к апоптозу, способствуя тем самым прогрессированию заболевания и фиброгенезу [16].

Современные исследования показывают, что эпителиальный и стромальный компоненты очагов эндометриоза характеризуются различными мутационными профилями. Драйверные мутации выявляются преимущественно в эпителии и с существенно более высокой частотой мутантных аллелей по сравнению со стромой, тогда как стромальный компонент несет иной спектр генетических изменений [17]. Подобная гетерогенность мутационных паттернов, возможно, свидетельствует о различном происхождении эпителиального и стромального компонентов очагов эндометриоза. Однако данный вопрос должен быть предметом более глубокого изучения в рамках исследований с применением методов одноклеточного секвенирования и пространственной транскриптомики [16]. Немаловажно, что у одной и той же пациентки очаги эндометриоза несут различные соматические мутации, что может указывать на независимое происхождение разных эндометриоидных очагов у одной пациентки [18]. В связи с этим раздельный молекулярный анализ эпителиального и стромального компонентов приобретает принципиальное значение: анализ цельной ткани очага отражает усредненный молекулярный профиль эпителиальных и стромальных клеток, иммунных элементов, а также фиброзной и мышечной ткани, что существенно затрудняет интерпретацию результатов и может приводить к ложным выводам о молекулярных механизмах заболевания [19]. Такой подход открывает возможность изучения патогенеза эндометриоза на принципиально новом клеточном уровне, позволяя охарактеризовать молекулярные механизмы заболевания и заложить основу для разработки методов ранней неинвазивной диагностики эндометриоза, а также патогенетически обоснованных таргетных стратегий для его лечения [20].

Решение этой задачи стало возможным благодаря внедрению в практику лазерной микродиссекции (ЛМД, Laser Capture Microdissection — LCM) — относительно новой технологии для получения чистых популяций клеток из гетерогенных тканей [21]. Известно, что ЛМД представляет собой метод, используемый в молекулярной и клеточной биологии, который, применяя микроскопию высокого разрешения и лазерную диссекцию, позволяет осуществлять селекцию и эксцизию определенных тканевых областей, а также изучение специфических клеточных популяций [22]. Данный метод впервые описан M. Emmert-Buck и соавт. в 1996 г. в журнале Science как технология изоляции желаемых клеточных популяций из тканевых биопсий, улучшающая чувствительность микроматричного анализа [23]. Интегрированная платформа ЛМД включает в себя инструментарий для захвата специфических клеток, представляющих интерес, с использованием инфракрасного или ультрафиолетового лазера, а также протоколы и процедуры для анализа качества образцов на различных стадиях процесса [24]. Прецизионная селекция интересующих областей позволяет исследователям повысить чувствительность последующего молекулярно-генетического анализа, тем самым генерируя данные о профиле генной экспрессии или белковом профиле, представляющие in vivo физиологическую или патофизиологическую среду [22].

Метод ЛМД изначально разработан для применения в онкологии, показана его ценность для изучения молекулярных основ канцерогенеза [25]. Применение ЛМД позволило преодолеть проблему гетерогенности опухолевой ткани, содержащей не только малигнизированные клетки, но и клетки опухолевого микроокружения, такие как нормальные фибробласты, опухоль-ассоциированные фибробласты, эндотелиальные клетки, макрофаги и лимфоциты [26]. Первичные культуры, полученные из опухолевой ткани, воспроизводят характеристики опухолевого микроокружения и сохраняют паттерны генной экспрессии, свойственные исходной опухоли, отражая специфическое взаимодействие между нормальными и малигнизированными клетками [27]. Это межклеточное взаимодействие является критически важным в процессе канцерогенеза, прогрессии и инвазии опухоли, а также играет важную роль в ответе на лечение [26]. Неоднородность клеточного состава очагов эндометриоза, различие мутационных профилей эпителиального и стромального компонентов, а также гетерогенность клинических проявлений эндометриоза свидетельствуют о значительной молекулярной сложности данного заболевания. Именно поэтому раздельное исследование клеточных популяций в очагах эндометриоза представляется необходимым условием для понимания патогенетических механизмов их персистенции и прогрессирующего фиброгенеза. В этом контексте метод ЛМД приобретает особое значение как инструмент, позволяющий изолировать отдельные клеточные компоненты очагов эндометриоза для их последующего молекулярно-генетического анализа.

Актуальность применения данного подхода подтверждается не только данными литературы, но и собственным опытом авторов по внедрению ЛМД в исследование эндометриоза. В настоящей статье представлен собственный опыт ЛМД очагов эндометриоза, включающий морфологическую идентификацию и раздельное выделение эпителиального и стромального компонентов для последующего молекулярно-генетического исследования. На момент подготовки обзора выполнена ЛМД 15 образцов эндометриоидных очагов, полученных у пациенток с различными формами эндометриоза.

Цель обзора — рассмотреть метод ЛМД как инструмент для выделения клеточных популяций эндометриоидных очагов, охарактеризовать методические основы его применения, а также обосновать целесообразность его использования для раздельного анализа эпителиального и стромального компонентов для изучения патогенеза эндометриоза, разработки новых методов ранней диагностики и персонализированного таргетного лечения.

Методические основы лазерной микродиссекции

Метод ЛМД представляет собой высокоточную технологию селективного выделения микроскопических клеточных популяций из гетерогенных тканевых структур под контролем визуализации [23]. Методологическая основа технологии заключается в использовании лазерного излучения различных спектральных диапазонов — инфракрасного (~800 нм) или ультрафиолетового (~355 нм) — для точного отделения морфологически идентифицированных целевых клеток от окружающих тканевых структур с последующим их переносом на специализированные носители для дальнейшего молекулярно-генетического анализа [24]. Ключевым преимуществом ЛМД является возможность получения высокоочищенных клеточных популяций из морфологически и функционально гетерогенных тканей, что критически важно для последующего транскриптомного, геномного, протеомного и эпигеномного профилирования [28].

Принципиальная схема работы метода включает два основных механизма лазерного воздействия: захват клеток посредством активации термопластичной пленки под действием инфракрасного лазера и вырезание клеточных структур посредством фокусированного ультрафиолетового лазера [24].

При использовании инфракрасного лазера энергия излучения вызывает локальное расплавление специальной термопластичной мембраны, наложенной на исследуемый срез, в результате чего происходит адгезия целевых клеток к мембране с последующим их механическим отделением от субстрата. Ультрафиолетовый лазер, напротив, обеспечивает селективное фотоабляционное разрушение межклеточных связей по заданному контуру с переносом вырезанного фрагмента в коллекторную систему без непосредственного термического воздействия на биологический материал [21]. Выбор типа лазера и режима работы определяется характеристиками ткани, требованиями к чистоте выделяемой популяции, а также методом последующего анализа, что подчеркивает необходимость персонализации протокола для каждого конкретного исследования.

В настоящее время ЛМД осуществляется на специализированном высокотехнологичном оборудовании, оснащенном комбинацией инфракрасного и ультрафиолетового лазеров, интегрированных с высокоразрешающей микроскопией и компьютерным программным обеспечением [24]. Современные интегрированные платформы микрогеномных исследований представляют комплексное решение для работы с минимальными количествами биологического материала, включая последовательные этапы от микродиссекции чистых клеточных популяций до выделения высококачественной РНК из микроскопических образцов, амплификации небольших количеств суммарной РНК, выделенной из замороженной ткани, и неферментативного мечения синтезированных РНК-копий для гибридизаций на микрочипах. Данные платформы обеспечивают высокоэффективное выделение высококачественной суммарной РНК из столь малого количества материала, как единичная клетка, что достигается благодаря использованию неповреждающего инфракрасного лазера для захвата клеток и интеграции протоколов контроля качества на каждом этапе обработки образцов. Критически важным технологическим достижением является возможность высокочувствительной линейной амплификации мРНК из всего лишь 100 пг (эквивалентно приблизительно 10 микродиссектированным клеткам) суммарной РНК, что позволяет генерировать достаточное количество аРНК для проведения репликативных гибридизаций на микрочипах. Линейная амплификация сопровождается неферментативным мечением, что позволяет использовать немеченые нуклеотиды в процессе амплификации, существенно снижая требуемое количество стартового материала и приводя к более высоким выходам аРНК и повышенным показателям доли детектируемых генов при микрочиповом анализе [24].

Следует особо подчеркнуть, что ЛМД в настоящее время находится в стадии активной разработки и оптимизации, единых универсальных стандартизированных протоколов, применимых ко всем типам тканей и всем исследовательским задачам, не существует. Оптимизация протокола требуется для каждого типа ткани с учетом ее специфических характеристик, таких как текстура, содержание эндогенных нуклеаз и протеаз, степень васкуляризации и клеточная плотность, что определяет необходимость индивидуального подбора параметров на каждом этапе — от толщины срезов и метода окрашивания до мощности лазера и продолжительности экспозиции [22]. Критическими параметрами, строгий контроль которых необходим, независимо от типа ткани, являются минимизация времени между забором образца и замораживанием, поддержание низкотемпературного режима на всех этапах обработки, ограничение времени экспозиции окрашенных срезов при комнатной температуре и исключение длительного хранения микродиссектированного материала при –80 °C без стабилизирующих агентов, поскольку это приводит к прогрессирующей деградации нуклеиновых кислот [21, 22]. Таким образом, успешное применение ЛМД требует глубокого понимания биологических особенностей исследуемой ткани, а также тщательной валидации и адаптации протокола для обеспечения получения высококачественного материала для последующего молекулярно-генетического анализа.

Лазерная микродиссекция в современной биомедицинской науке

Технология ЛМД впервые представлена научному сообществу в 1996 г. группой исследователей под руководством M. Emmert-Buck, и ее описание опубликовано в журнале Science как методологический прорыв в изучении сложных гетерогенных тканей [23]. В оригинальной публикации авторы описали принципиально новый подход, позволяющий под прямой микроскопической визуализацией осуществлять выделение выбранных клеточных популяций из срезов сложной гетерогенной ткани человека с использованием прозрачной термопластичной пленки и импульсов углекислотного лазера, создающего сфокусированную адгезию для селективного захвата целевых клеток. Первоначально метод разрабатывался для решения фундаментальной проблемы онкологических исследований — необходимости получения чистых популяций опухолевых клеток, свободных от контаминации стромальными, эндотелиальными и иммунными клетками микроокружения опухоли. Данная проблема является критически важной, поскольку различные типы клеток в опухолевой ткани экспрессируют принципиально различные наборы генов и белков. Смешение транскриптомных и протеомных сигналов от этих разнородных клеточных популяций в тканевых лизатах приводит к невозможности точно определить, какие молекулярные изменения являются истинными маркерами злокачественной трансформации, а какие отражают реакцию микроокружения опухоли. Авторы продемонстрировали применимость технологии для амплификации ДНК и РНК методом полимеразной цепной реакции, а также для выделения ферментов из перенесенной ткани, что открыло широкие перспективы для молекулярно-генетического анализа [23]. С момента своего создания метод ЛМД получил стремительное развитие и в настоящее время активно применяется не только в онкологии, но и для изучения широкого спектра заболеваний различных систем, включая нейродегенеративные, метаболические, воспалительные и гормонально-зависимые заболевания.

Фундаментальное преимущество ЛМД заключается в возможности получения высокоочищенных гомогенных клеточных популяций из морфологически и функционально гетерогенных тканей под прямым микроскопическим контролем. В традиционных подходах, основанных на анализе тканевых лизатов, результаты молекулярных исследований отражают усредненную картину экспрессии генов или белков во всех типах клеток, присутствующих в образце, что существенно затрудняет идентификацию клеточно-специфичных молекулярных изменений. Применение ЛМД минимизирует контаминацию сигналом от нежелательных клеточных типов, что значительно повышает точность и специфичность последующего молекулярного профилирования. Устранение сигналов со стороны посторонних клеток позволяет выявлять даже слабоэкспрессируемые гены и белки, специфичные для интересующей клеточной популяции, что продемонстрировано в многочисленных исследованиях с использованием микрочипов, высокопроизводительного секвенирования РНК и масс-спектрометрической протеомики. Это преимущество является критически важным для идентификации специфических мишеней и диагностических биомаркеров, разработки персонализированных подходов к лечению и понимания молекулярных механизмов патогенеза заболеваний на уровне отдельных клеточных популяций [29].

Применение лазерной микродиссекции в различных областях медицины

Универсальность метода ЛМД обеспечила его широкое применение в биомедицинских исследованиях, включающих в том числе онкологию, нейробиологию, нефрологию, дерматологию и другие специальности, с возможностью последующего использования выделенного материала для различных типов молекулярного анализа — геномики, транскриптомики, протеомики и эпигенетики [30].

Репрезентативным примером успешного применения ЛМД в онкологии является исследование рака молочной железы, представленное в работе O. Piwocka и соавт. (2024), которые разработали оптимизированные протоколы для выделения первичных клеточных культур из биопсийного материала опухолей молочной железы. Прогресс в лечении рака молочной железы в последние десятилетия во многом обусловлен выяснением межиндивидуальных генетических вариаций и функциональных характеристик опухолей с помощью первичных клеточных линий, полученных непосредственно из опухолевой ткани пациентов. Авторы подчеркивают, что первичные клеточные культуры, в отличие от иммортализованных клеточных линий, сохраняют характеристики микроокружения опухоли, фенотип клеток и специфическое взаимодействие между здоровыми и опухолевыми клетками, что обеспечивает их валидность как модели для доклинических исследований и разработки персонализированного лечения. В работе систематизированы различные подходы к выделению первичных клеток рака молочной железы с использованием ферментативной дезагрегации (коллагеназы, гиалуронидазы), механического разобщения и дифференциального центрифугирования, что позволило получить жизнеспособную первичную клеточную линию BC160 с сохранением молекулярных характеристик исходной опухоли на протяжении всего культивирования. Особое внимание в исследовании уделено проблеме гетерогенности первичных культур и прогрессирующему доминированию быстропролиферирующих ассоциированных с раком фибробластов над популяцией опухолевых клеток. Это является одной из ключевых методологических трудностей при работе с первичным материалом и связано с необходимостью дальнейшей разработки методов разделения гетерогенных культур [26].

Помимо указанных областей, ЛМД нашла широкое применение в неврологии для изоляции специфических популяций нейронов из различных структур центральной нервной системы с целью анализа клеточно-специфичной генной экспрессии и выявления молекулярных механизмов нейродегенерации [31]. В нефрологии метод успешно применяется для выделения гломерулярных структур из биопсий почек пациентов с целью протеомного и транскриптомного профилирования при диабетической нефропатии, волчаночном нефрите и других видах гломерулопатии [32, 33]. В дерматологии ЛМД используется для раздельной изоляции дермальных и эпидермальных компонентов кожи, а также для профилирования генной экспрессии неопластических меланоцитов из первичных кожных меланом с целью идентификации опухоль-специфичных терапевтических мишеней [34]. Универсальность технологии обеспечивается возможностью последующего применения разнообразных молекулярных платформ — от традиционных микрочипов и количественной ПЦР до современных технологий высокопроизводительного секвенирования нового поколения, одноклеточной транскриптомики и пространственной протеомики.

Таким образом, ЛМД зарекомендовала себя как универсальный, высокоточный и незаменимый метод для изучения клеточной и молекулярной гетерогенности тканей в различных областях биомедицинских исследований. Способность метода обеспечивать выделение высокоочищенных целевых клеточных популяций под прямым микроскопическим контролем открывает возможности для изучения клеточно-специфичных молекулярных механизмов патологических процессов и идентификации потенциальных мишеней, что делает эту технологию одним из ключевых инструментов современной прецизионной медицины.

Применение лазерной микродиссекции в изучении патогенеза эндометриоза: анализ экспериментальных и клинических исследований

Внедрение технологии ЛМД в исследования эндометриоза ознаменовало качественно новый этап в изучении молекулярных механизмов данного заболевания, предоставив исследователям инструмент для прецизионного раздельного анализа эпителиального и стромального компонентов очагов эндометриоза. До появления этой технологии исследования генной экспрессии выполнялись преимущественно на гомогенизированных образцах эндометриоидной ткани, что приводило к получению данных, отражающих усредненное содержание РНК в смеси различных клеточных типов, включая железистый эпителий, строму, фиброзную ткань, мышечные, эндотелиальные и иммунные клетки [18]. Подобный методологический подход существенно затруднял интерпретацию результатов и идентификацию истинных молекулярных изменений, специфичных для определенных клеточных популяций, что особенно критично с учетом современных представлений о независимом клональном происхождении и различных мутационных профилях эпителиального и стромального компонентов эндометриоидных очагов. Применение ЛМД позволило преодолеть эти методологические ограничения, обеспечив возможность количественного анализа экспрессии генов раздельно в индивидуальных клеточных популяциях, что является необходимым условием для идентификации специфических генетических маркеров и молекулярных мишеней лечения эндометриоза. Долгосрочной целью исследований с применением ЛМД в области эндометриоза является идентификация маркеров генной экспрессии, которые могут быть использованы для неинвазивной диагностики, разработки стратегий профилактики и эффективного таргетного лечения, а также для формирования фундаментального понимания этиологии и патофизиологии данного заболевания [20].

Транскриптомное профилирование и анализ дифференциальной генной экспрессии

Первые систематические исследования с применением ЛМД были направлены на идентификацию дифференциально экспрессируемых генов между эутопическим эндометрием и очагами эндометриоза, а также на выявление специфических сигнальных путей. Комбинация технологии ЛМД с ДНК-микрочиповым анализом позволила преодолеть фундаментальную проблему тканевой гетерогенности и получить данные о клеточно-специфичной генной экспрессии в эндометриозе.

Одним из них является исследование профилей генной экспрессии в очагах глубокого инфильтративного эндометриоза с использованием ЛМД, выполненное S. Matsuzaki и соавт. в 2004 г. Исследователи провели сравнительный анализ дифференциально экспрессируемых генов в микродиссектированных эпителиальных и стромальных клетках очагов эндометриоза и эутопического эндометрия у пациенток с глубоким инфильтративным эндометриозом. Биоптаты очагов глубокого инфильтративного эндометриоза и эутопический эндометрий подвергались криосекционированию с последующей ЛМД эпителиальных и стромальных компонентов. После экстракции и линейной амплификации РНК проводилась гибридизация с ДНК-микрочипами. Результаты исследования выявили множественные дифференциально экспрессируемые гены, специфичные для эпителиального или стромального компонента эндометриоза. В эпителиальных клетках эндометриоидных очагов была обнаружена повышенная экспрессия рецептора тромбоцитарного фактора роста альфа (PDGFRA), активация которого стимулирует клеточную пролиферацию, миграцию и выживание через множественные внутриклеточные сигнальные каскады. Одновременно наблюдалась гиперэкспрессия протеинкиназы C бета 1 (PKC beta1), вовлеченной в регуляцию клеточного цикла, дифференцировки и апоптоза, а также янус-киназы 1 (JAK1), передающей сигналы от цитокиновых рецепторов и играющей ключевую роль в воспалительных и пролиферативных процессах. В стромальных клетках очагов эндометриоза отмечался иной молекулярный профиль с гиперэкспрессией Sprouty2, функционирующего как негативный регулятор обратной связи для контроля интенсивности митогенных сигналов, и митоген-активируемой протеинкиназы киназы 7 (MKK7), участвующей в регуляции клеточного ответа на оксидативный стресс, воспаление и апоптоз. Биоинформатический анализ идентифицированных генов указал на активацию сигнальных путей RAS/RAF/MAPK — центрального каскада, транслирующего внеклеточные митогенные сигналы в ядерные события, приводящие к клеточной пролиферации. Совокупность этих данных свидетельствует о том, что очаги эндометриоза характеризуются комплексной дисрегуляцией пролиферативных и митогенных сигнальных путей, создающей молекулярную основу для усиленного роста, резистентности к апоптозу и способности к автономной пролиферации, что является отличительной особенностью данного заболевания. Авторы подчеркнули: несмотря на то, что чистая популяция эпителиальных клеток может быть получена с помощью ЛМД, микродиссектированный стромальный компонент остается гетерогенным и включает иммунные, воспалительные и сосудистые клетки, пропорции которых могут различаться между эндометриозом и эутопическим эндометрием. Тем не менее прямые взаимодействия эпителиальных и стромальных клеток и их микроокружения являются необходимыми как для нормального, так и для патологического развития и роста тканей, что делает исследование обоих компонентов критически важным для понимания патофизиологии эндометриоза [18].

Продолжая эту линию экспериментов, S. Matsuzaki и соавт. в 2005 г. провели сравнительный анализ профилей генной экспрессии эутопического эндометрия пациенток с глубоким инфильтративным эндометриозом и здоровых женщин с применением ЛМД эпителиального и стромального компонентов с последующим микрочиповым анализом. В эпителиальных клетках эутопического эндометрия пациенток с эндометриозом была выявлена измененная экспрессия генов, связанных с активацией сигнальных путей RAS/RAF/MAPK и PI3K/AKT, в частности гиперэкспрессия RON, SOS, белка 14-3-3 eta, uPAR, KSR и регуляторной субъединицы p85 PI3K, что может обусловливать повышенную пролиферативную и инвазивную активность, резистентность к апоптозу и способность к ремоделированию внеклеточного матрикса. Полученные данные свидетельствуют о том, что эутопический эндометрий ряда пациенток обладает молекулярными характеристиками, создающими благоприятные условия для успешной имплантации ретроградно заброшенных клеток в брюшную полость, что может объяснять, почему ретроградная менструация лишь у части из них приводит к формированию очагов эндометриоза: в отсутствие подобных молекулярных предпосылок клетки эндометриоза могут элиминироваться иммунной системой [20].

Первые попытки выяснить молекулярные различия между эутопическим эндометрием и очагами эндометриоза были направлены на выявление генов, дифференциально экспрессируемых в этих двух типах тканей [35]. В исследовании S. Matsuzaki и соавт. (2006) технология ЛМД была применена для селективного выделения эпителиальных и стромальных компонентов из образцов эндометриоидных кист яичников и сопоставимых участков эутопического эндометрия — подход, являвшийся принципиально необходимым ввиду минимального количества эпителиальной ткани в эндометриоидных кистах, окруженной фиброзной стромой. Это исключало возможность получения чистого эпителиального материала без применения микродиссекционных технологий. Микрочиповый анализ выделенных образцов выявил значительные различия в профилях генной экспрессии между эутопическим эндометрием и очагами эндомнтриоза, особенно в генах, связанных с клеточной адгезией, ремоделированием внеклеточного матрикса и воспалением [36].

Понимание того, что эндометриоз характеризуется специфическими молекулярными изменениями, отличающими его от нормального эндометрия, стимулировало поиск конкретных сигнальных систем. В исследовании S. Matsuzaki и соавт. (2005) с применением ЛМД были раздельно выделены эпителиальные и стромальные клетки из очагов глубокого инфильтративного эндометриоза и эутопического эндометрия для анализа экспрессии системы макрофаг-стимулирующего белка и его рецептора RON (MSP/RON). Использование ЛМД было принципиально необходимым ввиду характерной для глубокого инфильтративного эндометриоза фиброзной и мышечной ткани, существенно искажающей результаты при анализе гомогенизированного материала. По результатам анализа в эпителиальных клетках очагов глубокого инфильтративного эндометриоза выявлена значительно повышенная экспрессия как MSP, так и RON по сравнению с эутопическим эндометрием [37].

Молекулярно-генетическая характеристика очагов эндометриоза: соматические мутации и клональность опухоли

Новый этап в понимании патогенеза эндометриоза связан с применением ЛМД в сочетании с технологиями секвенирования нового поколения для анализа геномных характеристик очагов эндометриоза. Эти исследования позволили перейти от изучения транскриптомных изменений к анализу первичных геномных событий — соматических мутаций, определяющих клональное происхождение и эволюцию эндометриоидной ткани. Фундаментальным вопросом, на который были направлены эти работы, стали выяснение взаимоотношений между эпителиальными и стромальными клетками в очагах эндометриоза и идентификация онкогенных мутаций, потенциально вовлеченных в патогенез заболевания.

Чрезвычайно значимым в понимании патогенеза эндометриоза является выяснение взаимоотношений между эпителиальными и стромальными клетками в очагах эндометриоза. Согласно теории стволовых клеток, циркулирующие прогениторные клетки имплантируются вне полости матки, где дифференцируются в эндометриальную строму и железистую ткань. Центральным в проверке этой гипотезы является определение того, имеют ли эпителиальный и стромальный компоненты очагов эндометриоза общее клональное происхождение от одних и тех же клеток. Для ответа на этот вопрос M. Noë и соавт. в 2018 г. применили метод ПЦР для анализа соматических мутаций, которые являются нейтральными в отношении клональной селекции, в шести образцах эндометриоидных очагов. Ключевым методологическим преимуществом данного исследования было использование ЛМД для прецизионного разделения железистого эпителия и окружающей стромы с последующей экстракцией геномной ДНК. Результаты исследования показали, что из 19 проанализированных мутаций все описаны в эпителиальном, но не в стромальном компоненте каждого изученного образца. Частота мутантных аллелей в эпителии составляла от 4,86 до 52,01%, в то время как в строме варьировала от 0 до 3,92%, что указывает на клональную экспансию эпителиальных клеток при минимальном вовлечении стромы. Эти данные свидетельствуют о том, что эволюция эндометриоидных очагов является гетерогенной. Эпителий представляет собой клональную популяцию, а его развитие происходит независимо от стромы, что предоставляет новое понимание развития эндометриоза и ставит под сомнение гипотезу о трансдифференцировке из единой популяции стволовых/прогениторных клеток [38].

Данные выводы получили дальнейшее подтверждение и расширение в работе K. Suda и соавт. (2019), которые применили таргетное секвенирование нового поколения для оценки мутационных профилей стромальных клеток в эндометриомах и эутопическом эндометрии [39]. Используя метод ЛМД, исследователи выделили стромальные клетки, после чего провели таргетное секвенирование 76 генов, отобранных на основании предшествующих геномных исследований в области эндометриоза. Результаты показали, что стромальный компонент эндометриоидных кист яичников и эутопического эндометрия содержат соматические мутации, однако ни одна из этих мутаций не была общей с парными эпителиальными клетками той же пациентки. Более того, частота мутантных аллелей в стромальных образцах была значительно ниже, чем в эпителиальных. Различные мутационные профили между парными эпителиальными и стромальными клетками указывают на то, что происхождение эпителиальных и стромальных клеток является независимым друг от друга [39].

Выявление онкогенных мутаций при эндометриозе побудило исследователей к детальному изучению мутационного ландшафта глубокого инфильтративного эндометриоза — наиболее агрессивной формы заболевания. A. Koppolu и соавт. (2021) исследовали соматические мутации в образцах эутопического эндометрия и очагов глубокого инфильтративного эндометриоза, используя технологию ЛМД для выделения эпителиальных клеток с последующим секвенированием нового поколения. Исследователи применили кастомную панель из 1296 генов, ассоциированных с канцерогенезом, и провели тщательный анализ отобранных генов, представляющих онкогенные мутации для рака эндометрия и яичников. Критически важным открытием явилось то, что в очагах эндометриоза обнаруженные мутации значительно чаще локализовались в генах-драйверах канцерогенеза, в то время как в эутопическом эндометрии такого распределения не наблюдалось и частоты мутаций в генах-драйверах и недрайверах были сопоставимы. Среди идентифицированных мутаций особое внимание привлекли мутации в гене KRAS, что согласуется с данными других исследовательских групп. Результаты данного исследования показывают, что генетические изменения, локализованные в очагах эндометриоза, могут вносить вклад в их формирование и прогрессирование, подчеркивая необходимость дальнейших исследований для лучшего понимания патогенеза этой формы заболевания [40].

Частота выявления мутаций в гене KRAS при эндометриомах обусловливает важный вопрос: экспрессируется ли мутантный аллель KRAS на уровне мРНК и играет ли он биологическую роль в патогенезе эндометриоза? Для ответа на этот вопрос N. Yachida и соавт. в 2021 г. разработали подход с использованием мутация-специфичной РНК-гибридизации in situ для визуализации экспрессии конкретных мутантных аллелей непосредственно в тканевых срезах. Исследователи сфокусировались на мутации KRAS p.G12V, которая наиболее часто выявлялась в предшествующих исследованиях, выполненных с применением ЛМД эпителия и полноэкзомного секвенирования. На первом этапе метод был валидирован на клеточных линиях и образцах рака яичников с известным мутационным статусом гена KRAS. Подтвердив, что детектируемая экспрессия KRAS соответствует мутационному статусу во всех контрольных образцах, исследователи применили метод к образцам эндометриоидных кист яичника. Экспрессия мутантного аллеля KRAS p.G12V на уровне мРНК обнаружена в 38,5%. Важно, что в нескольких случаях, для которых параллельно было проведено секвенирование ДНК с использованием ЛМД эпителиальных клеток, экспрессия мутантного или дикого типа аллеля KRAS, детектированная методом гибридизации in situ, полностью соответствовала мутационному статусу на уровне ДНК, что дополнительно подтвердило надежность метода. Далее исследователи проанализировали клинико-патологические характеристики пациенток в зависимости от статуса экспрессии мутантного аллеля KRAS p.G12V. Сравнительный анализ показал, что образцы эндометриом с экспрессией мутантного аллеля KRAS p.G12V статистически значимо чаще демонстрировали признаки активного воспаления по сравнению с образцами с диким типом KRAS. Это наблюдение согласуется с экспериментальными данными, указывающими на способность онкогенных форм KRAS индуцировать воспалительные сигнальные пути, включая активацию IL-1 и IL-6. Таким образом, данное исследование впервые продемонстрировало, что мутантный аллель KRAS не только присутствует на уровне ДНК, но и активно экспрессируется на уровне мРНК в эпителиальных клетках яичникового эндометриоза. Экспрессия онкогенной формы KRAS, вероятно, влияет на фенотип заболевания через активацию сигнальных путей MAPK и других эффекторных путей Ras, обеспечивая преимущество выживаемости эндометриоидным эпителиальным клеткам и способствуя развитию воспалительного микроокружения. Выявленная внутриочаговая гетерогенность экспрессии мутантного аллеля KRAS подчеркивает сложность клональной структуры эндометриоидных очагов и имеет потенциальные клинические импликации для понимания гетерогенного ответа на терапию [41].

Комплексный молекулярный анализ: от геномики к эпигенетике и сравнительной молекулярной характеристике

Накопление данных о соматических мутациях в эндометриозе стимулировало развитие мультиомных подходов, объединяющих анализ геномных, эпигенетических и транскриптомных изменений для получения целостного представления о молекулярной патофизиологии заболевания. Применение ЛМД в этих комплексных исследованиях позволило не только выявить сложные взаимоотношения между генетическими и эпигенетическими изменениями, но и провести сравнительный анализ различных форм эндометриоза на молекулярном уровне.

Для более глубокого понимания молекулярных взаимоотношений между очагами эндометриоза и эутопическим эндометрием L. Li и соавт. в 2021 г. провели комплексное исследование, включающее полноэкзомное секвенирование и глобальное профилирование метилирования ДНК в микродиссектированных образцах эпителия и стромы из парных образцов эутопического эндометрия, аденомиоза и очагов эндометриоза. Используя технологию ЛМД, исследователи выделили железистый эпителий и строму из эутопического эндометрия и эндометриоза с последующим проведением полноэкзомного секвенирования. Исследование идентифицировало в общей сложности 214 соматических мутаций в 146 уникальных генах, включая 8 различных онкогенов (FBXW7, CDH4, ERBB3, EYS, BRCA1, CTNND1, ARHGAP35 и PIK3R1). Ключевым наблюдением стало то, что все 11 обнаруженных драйверных мутаций присутствовали исключительно в эпителиальных клетках, в то же время ни одна из стромальных проб не содержала онкогенных мутаций. При этом частота мутантных аллелей в эутопическом эндометриальном эпителии была значительно ниже, чем в очагах, что указывает на накопление мутаций в процессе развития заболевания. Анализ глобального метилирования ДНК показал четкое разделение между эпителиальными и стромальными образцами, что подтвердило качество ЛМД и отсутствие перекрестной контаминации. Важным открытием стала выраженная специфичность эпигенетического профиля: образцы аденомиоза, эндометриоза и эутопического эндометрия от одной пациентки были эпигенетически более схожи между собой, чем с соответствующими тканями от других пациенток. Таким образом, применение ЛМД позволило установить, что эндометриальная строма, подобно эпителию, имеет клональное происхождение, а эутопический эндометрий и очаги эндометриоза следуют дивергентным эволюционным траекториям с накоплением как генетических, так и эпигенетических изменений [42].

Вопрос о том, являются ли глубокий инфильтративный эндометриоз и аденомиоз родственными заболеваниями или имеют различную биологическую природу, остается предметом дискуссий. Для молекулярной характеристики профилей генной экспрессии обеих форм заболевания A. Marshall и соавт. в 2023 г. провели сравнительное исследование с применением технологии ЛМД для изолированного анализа эпителиальных клеток. Исследователи проанализировали образцы тканей от группы пациенток с гистологически подтвержденным глубоким инфильтративным эндометриозом и группы пациенток с аденомиозом. Используя ЛМД, исследователи выделили эпителиальные клетки из очагов эндометриоза и аденомиоза, исключив стромальные и иммунные клетки, которые могли бы затруднить интерпретацию результатов на молекулярном уровне. После экстракции РНК анализ дифференциальной экспрессии генов выявил 162 гена, которые были значимо дисрегулированы между глубоким инфильтративным эндометриозом и аденомиозом. Функциональный анализ показал, что в очагах глубокого инфильтративного эндометриоза наиболее значимо был активирован сигнальный путь PI3K, а также пути, связанные с фокальной адгезией, резистентностью к гуморальным сигналам и злокачественной трансформацией. При аденомиозе, напротив, наблюдалась значимая активация сигнальных путей RAS, PI3K-AKT и RAP1. Эти результаты согласуются с ранее опубликованными данными полноэкзомного секвенирования, которые продемонстрировали присутствие драйверных мутаций в гене PIK3CA в эпителии глубокого инфильтративного эндометриоза и мутаций в гене KRAS в 37,1% случаев аденомиоза. Различия в доминирующих сигнальных путях могут объяснять различную клиническую манифестацию этих двух форм заболевания, включая различный ответ на гормональное лечение: например, для аденомиоза часто описывается резистентность к прогестерону, которая может быть обусловлена мутациями KRAS. Таким образом, применение ЛМД для раздельного анализа эпителиального компонента позволило установить, что глубокий инфильтративный эндометриоз и аденомиоз значимо различаются на уровне экспрессии РНК: для глубокого эндометриоза наиболее характерна активация генов пути PI3K, а для аденомиоза — генов пути RAS. Эти данные предоставляют молекулярное обоснование для разработки дифференцированных подходов к лечению различных форм эндометриоза [43].

Накопление данных о рак-ассоциированных мутациях при эндометриозе без признаков злокачественной трансформации потребовало переосмысления их роли в патогенезе заболевания. В систематическом обзоре 2020 г. S. Guo проанализировал семь исследований, идентифицировавших подобные мутации при эндометриозе, и установил закономерность: в работах, применявших микродиссекцию и высокоточные методы секвенирования, выявлено большее количество мутаций. Автор пришел к выводу, что эндометриоидные очаги при длительном существовании закономерно накапливают онкогенные мутации вследствие репликативного старения и оксидативного стресса, и только в редких случаях это приводит к злокачественной трансформации.

Принципиально важным наблюдением стало то, что эпителиальный компонент очагов накапливает мутации значительно быстрее стромального. Это объясняется более высокой скоростью клеточного обновления эпителия вследствие циклических кровотечений, тогда как стромальный компонент пополняется за счет мезенхимальных клеток различного происхождения. Гены, несущие рак-ассоциированные мутации, по всей видимости, активно участвуют в фиброгенезе очагов, а оксидативный стресс выступает вероятным драйвером как мутагенеза, так и прогрессирующего фиброза. Показательно, что очаги с онкогенными мутациями, предположительно, более резистентны к медикаментозной терапии — во многом вследствие выраженного фиброза и сниженной васкуляризации. Таким образом, наличие рак-ассоциированных мутаций при эндометриозе отражает не предрасположенность к малигнизации, а молекулярные процессы клеточной адаптации к условиям эктопической локализации [44].

Роль соматических мутаций в патогенезе эндометриоза систематически обобщена в обзоре L. Adamyan и соавт., опубликованном в 2025 г. в журнале Fertility and Sterility Reviews, включавшем анализ 15 исследований с применением секвенирования нового поколения и ЛМД на материале 742 пациенток с эндометриозом и 410 женщин группы сравнения. Все морфологические подтипы заболевания — эндометриомы, глубокий инфильтративный и поверхностный перитонеальный эндометриоз — демонстрировали рекуррентные соматические мутации. Наиболее частыми оказались мутации гена KRAS (25,5%), за которыми следовали ARID1A (6,6%), PIK3CA (6,5%), CTNNB1 (3,1%), ERBB2 (2,0%), PPP2R1A (1,8%), PTEN (1,2%) и TP53 (0,7%).

Ключевым вкладом обзора стало обоснование роли оксидативного стресса как основного мутагенного фактора при эндометриозе. Ретроградная менструация и перегрузка железом в перитонеальной полости запускают реакции Фентона с образованием активных форм кислорода, которые повреждают ДНК и вызывают эпигенетические нарушения через активацию деметилаз TET (ten-eleven translocation) и JMJ (jumonji). Несмотря на наличие онкогенных мутаций, частота малигнизации эндометриоидных кист яичников составляет только около 2,5%. Мутированные гены-драйверы при эндометриозе участвуют преимущественно в фиброгенезе, а не в злокачественной трансформации: в частности, потеря функции TP53 усиливает экспрессию TGF-β1 и активирует фибробласты, а снижение экспрессии PTEN запускает профибротическую M2-поляризацию макрофагов.

Применение ЛМД позволило выявить принципиально важные закономерности. Во-первых, одни и те же гены мутированы в очагах разной локализации, однако конкретные мутации различаются между очагами у одной пациентки, что, возможно, говорит о независимой клональной эволюции каждого очага. Во-вторых, концентрация мутаций в очагах эндометриоза превышает таковую в эутопическом, что согласуется с гипотезой о клональной экспансии измененных клеток. В-третьих, раздельный анализ клеточных компонентов выявил принципиальные различия: драйверные мутации обнаруживались преимущественно в эпителии с частотой мутантных аллелей от 4,86 до 52,01%, тогда как в строме этот показатель составлял от 0 до 3,92%, что может свидетельствовать о независимом развитии эпителиального и стромального компонентов очагов. Авторы заключили, что соматические мутации являются активными участниками патогенеза и фиброгенеза эндометриоза, а не случайными молекулярными находками [16].

Таким образом, применение ЛМД в молекулярных исследованиях эндометриоза открыло качественно новые возможности для изучения клеточно-специфичных механизмов патогенеза, клональной эволюции очагов и роли соматических мутаций в фиброгенезе, заложив основу для разработки персонализированных подходов к диагностике и таргетному лечению заболевания.

Собственный опыт применения лазерной микродиссекции для молекулярно-генетического исследования очагов эндометриоза

В рамках исследования молекулярно-генетических механизмов эндометриоза нами внедрена технология ЛМД для селективного выделения клеточных популяций из очагов эндометриоза. На момент подготовки настоящего обзора выполнена ЛМД 15 образцов эндометриоидных очагов, полученных во время хирургического лечения пациенток с эндометриозом.

Фрагменты тканей очагов эндометриоза получены во время оперативных вмешательств у пациенток с различными формами эндометриоза, включавшие зону перехода между эндометриоидным очагом и прилежащей тканью. Микродиссекция проводилась на системе ArcturusXT Laser Capture Microdissection System с использованием комбинации инфракрасного лазерного захвата и ультрафиолетового лазерного вырезания клеточных популяций. Перед проведением микродиссекции криосрезы подвергались стандартному гистологическому окрашиванию гематоксилином и эозином, что позволяло осуществлять морфологическую идентификацию эндометриоидных желез и стромы под микроскопическим контролем. Использование морфологической навигации на основании окраски гематоксилином и эозином обеспечивало высокую точность селекции исследуемых клеточных популяций и минимизировало контаминацию образцов фиброзной тканью, сосудистыми структурами и клетками воспалительного микроокружения. После визуализации целевых участков выполнялось раздельное выделение эпителиального и стромального компонентов очагов эндометриоза. Полученный после ЛМД материал направлялся на последующее молекулярно-генетическое исследование с целью анализа клеточно-специфичных молекулярных изменений в различных компонентах эндометриоидных очагов.

Полученный опыт подтвердил возможность выделения клеточных популяций (эпителия и стромы) из морфологически гетерогенных очагов эндометриоза. Использование ЛМД позволяет минимизировать влияние фиброзной ткани, сосудистых структур, клеток воспалительного инфильтрата и других компонентов микроокружения на результаты молекулярно-генетического исследования, что особенно важно при анализе соматических мутаций [16].

Проводимое исследование проводится для изучения клеточно-специфичных молекулярных изменений в эпителиальном и стромальном компонентах эндометриоидных очагов, включая анализ генетических особенностей, потенциально связанных с фиброгенезом, прогрессированием заболевания и формированием различных клинических фенотипов эндометриоза [16].

Перспективы развития метода лазерной микродиссекции в исследовании эндометриоза

Метод ЛМД обладает значительным потенциалом для дальнейшего развития и усовершенствования, что открывает новые возможности для изучения молекулярных механизмов эндометриоза и трансляции фундаментальных открытий в клиническую практику.

Совершенствование технических аспектов и интеграция с передовыми технологиями

Одним из наиболее перспективных направлений развития является автоматизация процесса микродиссекции с использованием систем искусственного интеллекта и машинного обучения для автоматического распознавания и выделения клеточных популяций. Недавно разработанный протокол, интегрирующий искусственный интеллект с ЛМД, демонстрирует высокопроизводительный рабочий процесс, в котором алгоритмы машинного обучения автоматически сегментируют изображения окрашенных гематоксилином и эозином срезов тканей с последующим селективным выделением гистологически верифицированных клеточных популяций. Данный подход включает новый алгоритм, позволяющий переносить аннотации, обозначающие интересующие клеточные популяции, непосредственно на лазерные микроскопы, что существенно облегчает процесс сбора материала, ограничивает время экспозиции тканевых срезов при комнатной температуре и уменьшает вариабельность, связанную с субъективностью оператора. Применение подобных автоматизированных систем в исследованиях эндометриоза позволит значительно повысить воспроизводимость результатов и масштабируемость исследований [45].

Значительный прогресс достигнут в разработке методов, сохраняющих целостность РНК в процессе микродиссекции. Новые протоколы, оптимизированные для работы со свежезамороженными тканями, включают использование инновационных РНК-стабилизирующих стратегий, применение альтернативных красителей с минимальным повреждающим эффектом и строгий контроль температурных режимов на всех этапах обработки [46]. Особый интерес представляет разработка методов для работы с фиксированными парафиновыми образцами: недавно представленный метод LCM-FFPEseq комбинирует ЛМД с передовым протоколом Smart-seq3xpress и FFPE-специфичными адаптациями для пространственной транскриптомики парафиновых срезов, достигая высокой чувствительности, воспроизводимости и покрытия транскриптов из минимального количества клеток, что открывает доступ к обширному репозиторию архивных клинических образцов [47].

Интеграция с технологиями пространственной транскриптомики и секвенирования единичных клеток

Комбинация ЛМД с высокопроизводительным секвенированием РНК единичных клеток представляет собой мощный подход для преодоления ограничений обоих методов. Интеграция технологий одноклеточного РНК-секвенирования с методами транскриптомики позволяет получать комплексную информацию о клеточных пропорциях, траекториях дифференцировки и пространственной организации клеточных популяций [48]. Недавно разработанный метод IHC/LCM-Seq для пространственной транскриптомики иммуногистохимически детектированных нейронов, собранных с помощью ЛМД, использует инновационные РНК-сохраняющие стратегии для поддержания целостности РНК в свободно плавающих срезах тканей, фиксированных 4% формальдегидом [49]. Применение подобных подходов к эндометриозу позволит изучать межклеточные взаимодействия в эндометриоидных очагах, картировать молекулярное микроокружение и идентифицировать редкие клеточные популяции, имеющие важную роль в патогенезе заболевания.

Комплексный мультиомный анализ

Интеграция данных из различных омиксных платформ представляет собой трансформирующий подход в биологических науках, объединяющий информацию из геномики, транскриптомики, протеомики, метаболомики и эпигеномики для создания комплексного понимания биологических процессов [15, 50]. Применение ЛМД в сочетании с мультиомным профилированием позволяет преодолеть ограничения изолированного анализа отдельных молекулярных уровней и выявить причинные пути, лежащие в основе патогенеза заболевания [51]. Интеграция транскриптомных и метаболомных данных может выявить корегулируемые модули и метаболические сдвиги, в то время как добавление протеомной информации уточняет эти ассоциации в направлении открытия потенциальных новых биомаркеров [52, 53]. Для эндометриоза это означает возможность создания системных моделей патогенеза, интегрирующих геномные альтерации, специфичные для эпителиальных и стромальных компонентов, с их транскриптомными, протеомными и метаболомными последствиями, что позволит выявить важные молекулярные основы для разработки таргетного лечения.

Перспективы применения лазерной микродиссекции в исследованиях эндометриоза

Одним из наиболее перспективных направлений применения результатов исследований с использованием ЛМД является разработка неинвазивных диагностических подходов. Идентификация специфичных для эпителиальных или стромальных клеток эндометриоза секретируемых белков, микроРНК и циркулирующих биомаркеров с последующей их валидацией в биологических жидкостях может привести к созданию диагностических панелей для ранней диагностики заболевания [54].

Молекулярное профилирование очагов эндометриоза каждой пациентки с использованием ЛМД открывает перспективы для персонализации терапевтических стратегий. Применение секвенирования нового поколения для идентификации ключевых генетических маркеров позволяет стратифицировать пациенток по молекулярным подтипам и прогнозировать ответ на лечение.

Стандартизация и создание общепринятых протоколов

Для обеспечения воспроизводимости и сравнимости результатов между различными исследовательскими центрами необходима разработка консенсусных протоколов ЛМД для исследований эндометриоза. Валидация протоколов, создание репозиториев микродиссектированных образцов эндометриоидной ткани и обеспечение доступности стандартизированного материала для исследовательских групп будут способствовать ускорению научного прогресса в этой области.

Таким образом, дальнейшее развитие технологии ЛМД в направлении автоматизации, интеграции с передовыми омиксными платформами и трансляции результатов в клиническую практику открывает возможности для создания инновационных, патогенетически обоснованных подходов к диагностике и лечению эндометриоза, приближая реализацию принципов персонализированной медицины в гинекологии.

Заключение

Согласно собственному опыту и данным литературы, следует отметить, что лазерная микродиссекция в сочетании с современными методами молекулярного профилирования заняла важное место в изучении клеточной и молекулярной гетерогенности эндометриоза. Использование этой технологии позволило перейти от анализа тканевых гомогенатов к раздельному исследованию эпителиальных и стромальных компонентов, что принципиально изменило представления о патогенезе заболевания. Выявленные различия в генной экспрессии, соматических мутациях, эпигенетических изменениях и профилях сигнальных путей в различных клеточных популяциях продемонстрировали олигоклональную и многокомпонентную природу эндометриоза и впервые описали, что эпителий и строма вносят неодинаковый вклад в формирование клинического фенотипа.

Представленный собственный опыт применения лазерной микродиссекции демонстрирует возможность практического внедрения данной технологии для раздельного выделения эпителиального и стромального компонентов очагов эндометриоза с целью их последующего молекулярно-генетического исследования. Использование этой технологии позволило перейти к раздельному исследованию эпителиальных и стромальных компонентов, что изменило представления о патогенезе заболевания.

Анализ геномных и транскриптомных данных, полученных с использованием лазерной микродиссекции, показал, что очаги эндометриоза нередко содержат мутации в генах-драйверах, характерных для злокачественных опухолей, при этом в большинстве случаев очаги эндометриоза не подвергаются малигнизации. Это противоречие подчеркивает фундаментальную особенность заболевания: наличие онкологических черт при сохранении преимущественно доброкачественного течения. Раздельное изучение эпителиальных и стромальных клеток позволило сформулировать концепцию наличия рак-ассоциированных мутаций без рака и выявить механизмы, ограничивающие прогрессию к злокачественному фенотипу, включая особенности микроокружения, регуляцию воспаления, ангиогенеза и фиброгенеза. В этом контексте лазерная микродиссекция выступает не только техническим инструментом, но и методологической основой для переосмысления границы между доброкачественными и злокачественными пролиферативными процессами.

Практическая значимость полученных данных заключается в идентификации клеточно-специфичных биомаркеров и потенциальных мишеней для таргетного лечения, которые могут быть использованы для разработки неинвазивной диагностики и инновационных персонализированных подходов к лечению эндометриоза. Выделение секретируемых молекул, характерных для эпителиальных и стромальных клеток, открывает возможности для создания панелей биомаркеров в крови и других биологических жидкостях, а детальное картирование сигнальных путей формирует основу для таргетных стратегий, направленных на ключевые звенья патогенеза.

Перспективы развития метода связаны с интеграцией лазерной микродиссекции с технологиями одноклеточного и пространственного омиксного анализа, а также с созданием комплексных мультиомных моделей эндометриоза. Комбинация прецизионного выделения клеток с высокочувствительными методами секвенирования, протеомики и метаболомики позволит не только углубить понимание внутритканевой архитектуры и межклеточных взаимодействий, но и приблизиться к прогнозированию риска тяжелого течения заболевания. Представленный в настоящем обзоре собственный опыт внедрения лазерной микродиссекции для исследования эндометриоза продемонстрировал практическую возможность селективного выделения эпителиального и стромального компонентов эндометриоидных очагов для последующего молекулярно-генетического анализа. Дальнейшее применение данного подхода может способствовать изучению клеточно-специфических молекулярных изменений, лежащих в основе фиброгенеза, прогрессирования заболевания и формирования различных клинических фенотипов эндометриоза. Таким образом, лазерная микродиссекция уже зарекомендовала себя как важный инструмент в фундаментальных исследованиях эндометриоза и обладает значительным трансляционным потенциалом, способствуя переходу от описательной модели заболевания к точной персонализированной медицине.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.