Одной из основных задач преаналитического этапа любого лабораторного исследования является сохраняемость биологических объектов после их отбора. Традиционно в ХХ веке для этих целей использовали стеклянную посуду: банки, пробирки. Достоинствами стекла являются химическая стойкость к разного рода веществам (за исключением плавиковой кислоты, концентрированных растворов щелочей); стойкость к нагреванию, действию дезинфицирующих растворов; возможность многократного использования. К недостаткам можно отнести хрупкость, относительно большую массу, сорбцию, сложность утилизации. С развитием автоматизированных лабораторных анализаторов и повышением требований к обеспечению безопасных условий труда сотрудников лабораторий в последние 20 лет основным материалом для изготовления лабораторной тары стали полимерные материалы.

Полимеры — это высокомолекулярные соединения, состоящие из многих частей (сегменты). В отличие от простых (низкомолекулярных) веществ, состоящих из молекул, полимеры построены из протяженных цепочек атомов — макромолекул. Для большинства полимеров повторяющимся элементом М (мономерное звено) является небольшая группа атомов. Термин «полимер» используется, если число мономерных звеньев n достаточно велико: п >100. Для большинства реальных полимеров п=103—104.

Молекулярная масса полимера определяется как произведение молекулярной массы повторяющегося звена на степень полимеризации:

М_n=М·n,

где n — степень полимеризации.

Общими достоинствами полимерных материалов являются низкая стоимость производства, химическая стойкость, возможность переработки, устойчивость к механическим воздействиям (в условиях лаборатории).

К недостаткам полимеров относятся низкая термостойкость, склонность к ползучести и релаксации напряжений, выделение веществ при повторном использовании, горючесть.

Все полимеры в той или иной степени обладают газопроницаемостью. Основными механизмами газопроницаемости полимеров являются фазовая газопроницаемость (поток газа или пара, проходящий через постоянно существующие сквозные капилляры твердого тела, например через систему сквозных пор) и диффузионная газопроницаемость (сорбция газа или пара полимером с одной стороны образца, соприкасающейся с ним; диффузия атомов или молекул сорбированного вещества через толщу материала и выделение их с противоположной стороны).

Обладая общими свойствами, полимеры различаются по ряду параметров: химической стойкости, термостойкости и газопроницаемости, что необходимо учитывать при отборе и хранении биологических проб [1].

Для целей клинической лабораторной диагностики разработаны и производятся различные виды тары для отбора биологических образцов. При производстве судебно-медицинских исследований используют тару для отбора биологических объектов, которая соответствует специальным требованиям. Так, тара для отбора биологических образцов для судебно-химических исследований должна обеспечивать:

— сохранность ксенобиотиков различной химической природы в биологических пробах при хранении в течение 1 года [2];

— стойкость к механическим воздействиям (сохранность проб при транспортировке и проведении анализов в лаборатории, так как повторный забор объектов в большинстве случаев невозможен);

— исключение попадания в пробу компонентов тары;

— стойкость к химическим реактивам;

— удобство нанесения этикеток;

— возможность опломбирования проб;

— минимальные затраты на утилизацию после истечения срока хранения.

Поводом для выполнения настоящей экспериментальной работы явилось наблюдение за пустой полиэтиленовой бутылкой из-под лимонада, оставленной в закрытом состоянии на несколько месяцев в условиях стабильной комнатной температуры. Через 5 мес бутылка существенно деформировалась – сократилась в объеме, сжалась (рис. 1,).

Для проверки данного наблюдения провели следующий эксперимент: 3 бутылки из-под воды наполнили разными газами: гелием, азотом и воздухом. Бутылки закрыли штатными крышками, плотно укупорили и оставили при комнатной температуре на 2 мес. К концу этого периода произошла деформация всех бутылок. Бутылка, заполненная гелием, подверглась деформации (сжатие) в максимальной степени. В меньшей степени деформировалась бутылка, заполненная азотом, минимально уменьшилась в объеме заполненная воздухом (рис. 2).

Таким образом, газовая фаза, находящаяся в бутылках, способна самопроизвольно выходить из бутылок, но не замещается газами воздуха. Данный эффект характерен для полупроницаемых (частично проницаемых) мембран, способных к селективному (избирательный) и направленному переносу (диффузия) компонентов жидких или газообразных фаз. Пропускающая способность таких мембран зависит от диаметра веществ и самой природы мембраны. Такой процесс следует учитывать при хранении биологических образцов для проведения судебно-химических исследований.

Изучили влияние различных материалов тары на сохраняемость летучих веществ в экспериментальных растворах. В настоящее время в медицинских лабораториях наиболее широко используются следующие виды полимерных материалов: полиэтилен, полипропилен и полиэтилентерефталат (ПЭТ). Для опытов пользовались тарой, изготовленной из различных полимеров (полипропилен, полиэтилен) и стекла.

В ходе экспериментов применяли следующие материалы и методы:

1. Стандартный образец состава водных растворов этанола (комплект ВРЭ-1), ООО «МОНИТОРИНГ».

2. Ацетон, ОСЧ 9−5 ОП 2.

3. Пропанол-1 СТП ТУ КОМП 2−120−09.

4. Трихлоруксусная кислота, 99%, х.ч.

5. Натрия нитрит, х.ч.

6. Виалы для парофазного пробоотборника 20 мл (каталог Agilent № 5188−2753).

7. Пробирки из полипропилена с завинчивающимися крышками вместимостью 10 мл.

8. Флаконы из полиэтилена с завинчивающимися пластиковыми крышками вместимостью 50 мл.

Для анализа результатов опытов использовали газовые хроматографы Agilent 7890А и МАЭСТРО.

1. Газовый хроматограф Agilent 7890А с плазменно-ионизационными детекторами оснащен капиллярными кварцевыми колонками: НР-FFAP (сигнал 1 FID1 A, сигнал ближнего) длиной 50 м, внутренний диаметр 0,32 мм, толщина пленки 0,50 мкм (количественное определение метанола); DB-624 (сигнал 2 FID2 B, сигнал дальнего) длиной 60 м, внутренний диаметр 0,25 мм, толщина пленки 1,40 мкм. Парофазный пробоотборник HeadSpace 7697А с автоматическим нагреванием и отбором пробы. Температура печи 70 °C, газового крана дозатора 100 °C, трансферлайна 115 °C.

Режим хроматографирования. Скорость газа-носителя 2 мл/мин. Деление потока 1:50. Температура инжектора 250 °С, детекторов 280 °C. Температура колонок программируемая: начальная 65 °C (1 мин), затем нагревание колонок со скоростью 2 °С/мин до 70 °C (выдержка 5 мин), последующее нагревание колонок со скоростью 20 °С/мин до 150 °C с выдержкой при конечной температуре 7,5 мин. Условия детектирования. Управление прибором и сбор данных осуществлялся с помощью программного обеспечения GC Chemstation (определение ацетона).

2. Газовый хроматограф МАЭСТРО c плазменно-ионизационными детекторами, оснащен капиллярными кварцевыми колонками: DB-ALC 2 (сигнал 1 FID1 A, сигнал ближнего) длиной 30 м, внутренний диаметр 0,32 мм, толщина пленки 1,200 мкм; DB-ALC 2 (сигнал 2 FID2 B, сигнал дальнего) длиной 30 м, внутренний диаметр 0,32 мм, толщина пленки 1,200 мкм.

Режим хроматографирования. Скорость газа-носителя азота через колонку 3 мл/мин. Деление потока 1:60. Температура инжекторов 200 °C, детекторов 250 °C. Температура колонок находится в изотермическом режиме при 60 °C. Условия детектирования. Управление прибором и сбор данных осуществлялся с помощью программного обеспечения GC Chemstation (определение этанола).

На 1-м этапе экспериментов изучали сохраняемость ацетона.

Для анализа готовили водный раствор ацетона в концентрации 1,06 г/л. Раствором ацетона заполняли стеклянные виалы (вместимость 20 мл), закрытые навинчивающейся металлической крышкой с септой; пробирки из полипропилена (10 мл), закрывающиеся полипропиленовой крышкой с резьбой; флаконы из полиэтилена (50 мл), закрывающиеся пластиковой крышкой с резьбой на половину от объема посуды. Условия хранения: при комнатной температуре (18—20 °С); в морозильной камере (–18 °С); в холодильной камере (+4 °С). Пробы анализировали через 2 нед, 1 и 8 мес хранения. Количественное определение ацетона проводили методом газожидкостной хроматографии на газовом хроматографе Agilent.

Результаты количественного определения ацетона представлены на рис. 3—5.

— максимальная сохраняемость ацетона наблюдается в таре из полипропилена и стекла в условиях холодильной камеры (+4 °С);

— при хранении раствора ацетона в морозильнике (–18 °С) происходит снижение концентрации ацетона во всех видах тары;

— концентрация ацетона максимально снижается при хранении в полиэтиленовой таре. Так, в течение 8 мес хранения снижение концентрации ацетона в полиэтиленовой таре составило до 70% при температуре 0—4 °С и –18 °С; при комнатной температуре до 95%.

На 2-этапе экспериментов изучали сохраняемость этанола.

Для анализа готовили водный раствор этанола в концентрации 3 г/л (3‰). Раствором этанола заполняли стеклянные виалы (вместимость 20 мл), закрытые навинчивающейся металлической крышкой с септой; пробирки из полипропилена (10 мл), закрывающиеся полипропиленовой крышкой с резьбой; флаконы из полиэтилена (50 мл), закрывающиеся пластиковой крышкой с резьбой; контейнеры для забора мочи (60 мл), закрывающиеся пластиковыми крышками с резьбой.

Условия хранения: комнатная температура (18—20 °С); морозильная камера (–18 °С); холодильная камера (+4 °С). Пробы анализировали через 1, 3, 12, 21, 40 и 60 сут.

Количественное определение этанола проводили методом газожидкостной хроматографии на газовом хроматографе Agilent алкилнитритным методом в соответствии с утвержденной методикой [3].

При всех условиях хранения водного раствора этанола в пробирках из полипропилена, виалах из стекла и контейнерах из полипропилена не наблюдали изменений концентрации этанола. Во флаконах из полиэтилена при их хранении в морозильнике (–18 °С) во все сроки фиксировали снижение концентрации этанола до 35% (относительно первоначальной 3‰) (рис. 6).

Таким образом, по результатам экспериментального исследования можно отметить следующее:

— на результаты хранения исследуемых веществ оказывают влияние не только сроки и температура хранения, но и материал (вещество) лабораторной посуды (тара);

— минимальное влияние на сохранение первоначальной концентрации вещества оказывают стекло, далее полипропилен, более существенное — полиэтилен;

— материал для лабораторной посуды (тара) надо выбирать с учетом вещества хранения, особенно если это касается летучих веществ;

— для хранения исследуемых веществ лучшими являются условия холодильника (+4 °С); хранение в морозильнике (при –18 °С) менее предпочтительно, так как не обеспечивает максимальную сохранность вещества;

— новые технологии отбора и хранения биологических проб необходимо проверять и адаптировать для целей судебной медицины и экспертной практики.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

^1,2e-mail: profivd@mail.ru; https://orcid.org/0000-0002-0093-123