Гаджиев Н.Ю.

ФГБУ НМИЦ «Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии» Минздрава России

Кузнецова В.С.

ФГБУ НМИЦ «Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии» Минздрава России;
ФГБНУ «Медико-генетический научный центр им. акад. Н.П. Бочкова»

Васильев А.В.

ФГБУ НМИЦ «Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии» Минздрава России;
ФГБНУ «Медико-генетический научный центр им. акад. Н.П. Бочкова»;
ФГАОУ ВО «Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова» Минздрава России (Сеченовский Университет)

Кулаков А.А.

ФГБУ НМИЦ «Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии» Минздрава России

Лосев Ф.Ф.

ФГБУ НМИЦ «Центральный научно-исследовательский институт стоматологии и челюстно-лицевой хирургии» Минздрава России;
ФГАОУ ВО «Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова» Минздрава России (Сеченовский Университет)

Модели костных дефектов у кроликов, используемые для оценки эффективности костно-пластических материалов

Авторы:

Гаджиев Н.Ю., Кузнецова В.С., Васильев А.В., Кулаков А.А., Лосев Ф.Ф.

Подробнее об авторах

Журнал: Стоматология. 2023;102(6‑2): 55‑60

Прочитано: 1398 раз


Как цитировать:

Гаджиев Н.Ю., Кузнецова В.С., Васильев А.В., Кулаков А.А., Лосев Ф.Ф. Модели костных дефектов у кроликов, используемые для оценки эффективности костно-пластических материалов. Стоматология. 2023;102(6‑2):55‑60.
Gadzhiev NYu, Kuznetsova VS, Vasilyev AV, Kulakov AA, Losev FF. Models of bone defects in rabbits used to evaluate the bone graft materials efficacy. Stomatology. 2023;102(6‑2):55‑60. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/stomat202310206255

Рекомендуем статьи по данной теме:

Для экспериментальных исследований в стоматологии и челюстно-лицевой хирургии нередко используют кроликов. Они пригодны для оценки токсичности, биологической совместимости и исследований остеогенных свойств костно-пластических материалов. По сравнению с грызунами на челюстях и черепе кроликов удается моделировать дефекты достаточно крупных размеров, а в некоторых случаях формировать несколько типов дефектов у одного животного [1]. В отличие от крупных животных кролики просты и недороги в содержании, плодовиты и достигают зрелости скелета на относительно ранних сроках развития (около 6 месяцев) [2—6].

По данным с ресурса PubMed, в период с 1992 по 2022 год по ключевым словам bone regeneration было опубликовано 56,7 тыс. научных работ. Из них 5 тыс. были посвящены регенерации кости у кроликов. По ключевым словам, rabbit scull defect и rabbit jaw defect — 1,2 тыс. и 0,3 тыс. статей соответственно (рис. 1).

Рис. 1. Результаты поиска на PubMed по запросам bone regeneration, rabbit bone regeneration, rabbit skull defect, rabbit jaw defect.

Сравнительная характеристика лабораторных кроликов

Признак

Порода

Серый великан

Советская шиншилла

Белый великан

Новозеландский белый

Вес взрослой особи, кг

4—7,5

4,5—6

4,8—5,6

4—5

Длина туловища, см

до 75

60—65

50—60

47—49

Обхват грудины, см

до 40

38—40

около 37

до 35

Длина ушей, см

15—16

12—15

до 16

до 12,5

Окрас меха

Основной — серый/серебристо-голубой, на брюхе более светлый; допускается наличие оттенков рыжины или «седины»

Серебристо-серый с голубым оттенком

Белый

Белый

Многоплодие

8—14 крольчат в помете

В среднем 7—8 крольчат в помете

7—9 крольчат в помете

В среднем 8—10 крольчат в помете

Экспериментальные модели критических дефектов

В эксперименте обычно моделируют дефекты костей критического размера. В течение всего периода жизни животного или срока проведения эксперимента критический дефект неспособен полностью заместиться костной тканью и в его центре формируется рубец. Эта особенность позволяет оценить способность исследуемых материалов, лекарств или методик обеспечить полную гистотипическую регенерацию костей. Размеры критических дефектов зависят от вида животного и их возраста. У крыс критическими считаются дефекты черепа диаметром от 4 до 5 мм, в то время как у собак они могут варьировать от 20 до 34 мм [7, 8]. У зрелых особей заживление протекает хуже и требует более длительных сроков наблюдения. В связи с этим размеры критических дефектов у молодых и зрелых особей отличаются. Так, у крыс в возрасте 11—12 нед. диаметр костного дефекта составляет 5 мм. В то время как у 22—24-недельных особей критическими являются дефекты диаметром 4 мм, которые необходимо наблюдать в течение 8 нед. В свою очередь у кроликов, по данным различных исследований, размер критического дефекта может варьировать от 6 до 15 мм [9, 10].

На моделях дефектов черепных костей изучают свойства костно-пластических материалов. Дефекты орбиты, верхней и нижней челюсти моделируют ситуации дефицита тканей, которые возникают в результате воспалительных заболеваний челюстей, а также травм и оперативных вмешательств по поводу удаления новообразований.

Их создают с применением трепанов и алмазных боров (круглые, фиссурные), которые позволяют сформировать дефекты различной формы и исключают травму окружающих мягких тканей [9, 10]. Длительность экспериментов по оценке регенерации критических дефектов черепа у кроликов составляет от 1 до 24 нед. Наиболее часто животных выводят из эксперимента на 12—16-й неделе и оценивают свойства регенерата с помощью гистологических и морфометрических методов [11].

Дефекты верхней челюсти

Дефекты, формируемые в области верхней челюсти, позволяют изучать свойства материалов для костной пластики и моделировать ситуации атрофии костной ткани, требующие проведения операции синус-лифтинга с одномоментной или отсроченной имплантацией. Методики их выполнения представлены ниже.

Модель критического дефекта тела верхней челюсти

Дефект формируют в области беззубого участка между резцами и молярами верхней челюсти. Проводят линейный разрез на 1,5—2 мм выше края альвеолярного отростка верхней челюсти. Отслаивают полнослойный слизисто-надкостничный лоскут, кость скелетируют. Затем при помощи бора с обильным орошением физиологическим раствором формируют дефект 6×6 мм. Полученные дефекты заполняют исследуемым материалом. Слизисто-надкостничный лоскут укладывают на место и фиксируют шовным материалом [12] (рис. 2).

Рис. 2. Дефект тела верхней челюсти.

Модели синус-лифтинга верхнечелюстной пазухи

Внутриротовой способ. Проводят линейный разрез слизистой оболочки по переходной складке. Слизисто-надкостничный лоскут отслаивают при помощи распатора в проекции клыковой ямки. Кость скелетируют. При помощи боров формируют костное окно в передней стенке синуса. Мембрану верхнечелюстного синуса отслаивают и приподнимают. В сформированное пространство укладывают материал. Проводят репозицию и фиксацию лоскута шовным материалом [13, 14] (рис. 3).

Рис. 3. Модель внутриротового синус-лифтинга.

Внеротовой способ. По срединно-сагиттальной линии на носовой кости проводят разрез и отслаивают полнослойный кожно-надкостничный лоскут для визуализации боковой стенки пазухи. Далее при помощи бора формируют костное окно и приподнимают мембрану синуса. В сформированное пространство укладывают исследуемый материал, после чего проводят репозицию и фиксацию лоскута шовным материалом [15, 16] (рис. 4).

Рис. 4. Модель внеротового синус-лифтинга.

Модель отрытого синус-лифтинга с одномоментной установкой дентального имплантата

Операционное поле располагается на 20 мм кпереди от линии нософронтального шва, и на 10 мм латеральнее слева и справа от средней линии. Разрез проводят вдоль сагиттальной срединной линии носовой кости, полученный лоскут, включая кожу и надкостницу, отслаивают и приподнимают. Окна верхнечелюстной пазухи с наружным диаметром 3 мм и внутренним диаметром 2,3 мм создают при помощи трепанационных боров. После удаления сформированного фрагмента кости мембрану верхнечелюстной пазухи приподнимают на 10 мм с помощью кюрет, затем костное окно расширяют с помощью сверла диаметром 3,5 мм. Имплантат устанавливают с помощью динамометрического ключа с последующей установкой винта-заглушки. После установки имплантата лоскут укладывают на место и фиксируют швами [17] (рис. 5).

Рис. 5. Модель отрытого синус-лифтинга с установкой дентального имплантата.

Дефекты нижней челюсти

Дефекты тела и угла нижней челюсти имитируют ситуации, возникающие в результате воспалительных заболеваний челюстей, а также травм и оперативных вмешательств по поводу удаления новообразований.

Модель критического дефекта тела нижней челюсти

Проводят кожный разрез на 0,5 мм выше нижнего края нижней челюсти в проекции беззубого участка. Мышечный слой расслаивают тупо, кость скелетируют и выполняют однокортикальную остеотомию объемом 15 мм длиной и 5 мм шириной в беззубом пространстве между резцами и первым моляром при помощи дентальных боров при обильном орошении физиологическим раствором. В подготовленное реципиентное ложе укладывают материал или аутотрансплантат. В качестве донорской зоны могут выступать противоположный край нижней челюсти, область вертела бедра нижней конечности либо область верхней части края гребня подвздошной кости. Затем разрез послойно зашивают [18] (рис. 6).

Рис. 6. Критический дефект тела нижней челюсти.

Модель критического дефекта угла нижней челюсти

Наружный разрез производят в области угла нижней челюсти. После отслаивания сухожилия жевательных мышц обнажают участок кости края, угла и ветви нижней челюсти. При помощи фрез с постоянным водяным охлаждением с обеих сторон создают полнокостный дефект размером 8×8 мм. Мягкие ткани укладывают на место, рану ушивают [19, 20] (рис. 7).

Рис. 7. Критический дефект угла нижней челюсти.

Модель экстракционной лунки

Зубы у кроликов имеют длинную анатомическую коронку и не имеют истинных корней. Кортикальная пластинка, окружающая пришеечную часть резцов, очень тонкая и легко надламывается, поэтому экстракция зуба проводится строго по ходу изгиба зуба. Поскольку внутриротовой доступ к жевательным зубам кроликов затруднен, то для удаления моляров и премоляров, проходящих практически на всю длину тела нижней челюсти, обычно используют наружный доступ [21—23]. Следует отметить способность кроликов к повторному формированию зуба в случае неполного отрыва и удаления пульпы [24]. При выполнении модели эту особенность нужно учитывать.

Дефект орбиты

Дефекты орбиты моделируют ситуации, возникающие в результате травм лица или вмешательств с костной резекцией, связанных с удалением новообразований в области глазницы.

Модель критического дефекта нижнего края орбиты

Пальпаторно определяют нижний край орбиты. Дуговой разрез длиной 1—1,5 см проводят на 0,5 мм ниже нижнего века, рассекают кожу и подкожную клетчатку, стягивают лоскут когтистыми крючками, тупо обнажают и рассекают надкостницу. Орбитальную кость скелетируют. С помощью штангенциркуля отмеряют 1 см за пределами нижнего орбитального обода и удаляют кость щипцами Rongeurs, формируя костный дефект [25, 26]. Лоскут укладывают на место, фиксируют швами (рис. 8).

Рис. 8. Дефект нижнего края орбиты.

Дефекты свода черепа

Дефекты свода черепа обычно используют для простой оценки базовых свойств костно-пластических материалов. Их главным достоинством является простота методики выполнения. Простая конфигурация также упрощает морфометрию и получение результата.

Модель критического дефекта теменной кости

Хирургический доступ осуществляют путем сагиттального разреза кожи и надкостницы в лобно-теменной области. Длина разреза от 1,5 до 3,0 см. Отслаивают кожно-надкостничный лоскут, кость скелетируют, визуализируют сагиттальный шов. Кровоточащие сосуды при необходимости перевязывают. Форма и размер критического дефекта произвольные (в зависимости от целей и характера исследования). Дефект создают полной толщины, без повреждения твердой мозговой оболочки. Полученный критический дефект заполняют костно-пластическим материалом. Лоскут укладывают на место, фиксируют швами [27—33] (рис. 9).

Рис. 9. Дефект лобной кости.

Модель критического дефекта лобной кости с синус-лифтингом

С помощью хирургического скальпеля выполняют U-образный дуговой разрез. Формируют и отслаивают комбинированный (кожно-надкостничный) либо послойный лоскут. Лобную кость скелетируют. При помощи боров или трепанов в передней стенке лобной кости кролика формируют билатеральное или одиночное костное окно. Затем слизистую оболочку фронтального синуса отслаивают и приподнимают с помощью кюрет для синус-лифтинга. В сформированное пространство укладывают материал, восстанавливают костное окно. Лоскут мобилизуют и укладывают на место, фиксируют швами [34—37] (рис. 10).

Рис. 10. Дефект теменной кости.

Заключение

Число экспериментальных исследований, посвященных особенностям регенерации костной ткани у кроликов, непрерывно растет. Для их проведения на территории России и в странах СНГ используют такие породы, как серый великан, советская шиншилла, белый великан и новозеландский белый. Критические дефекты кроликов диаметром от 6 до 15 мм и глубиной до 5 мм сопоставимы с протяженными дефектами костей черепа у человека. Они позволяют моделировать ситуации дефицита костной ткани, возникающие в результате травм, воспалительных заболеваний, удаления новообразований и могут быть использованы для экспериментальных исследований в стоматологии и челюстно-лицевой хирургии прежде всего для исследований костно-пластических материалов.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Литература / References:

  1. Schlund M, Depeyre A, Kotagudda Ranganath S, Marchandise P, Ferri J, Chai F. Rabbit Calvarial and Mandibular Critical-Sized Bone Defects as an Experimental Model for the Evaluation of Craniofacial Bone Tissue Regeneration. J Stomatol Oral Maxillofac. Surg. 2022;123:601-609.  https://doi.org/10.1016/j.jormas.2021.12.001
  2. Wang X, Mabrey JD, Agrawal CM. An Interspecies Comparison of Bone Fracture Properties. Biomed Mater Eng. 1998;8:1-9. 
  3. AO Research Institute, AO Foundation, Clavadelerstrasse 8, Davos, Switzerland; Pearce, A., Richards, R., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. Animal Models for Implant Biomaterial Research in Bone: A Review. Eur Cell Mater. 2007;13:1-10.  https://doi.org/10.22203/ecm.v013a01
  4. Reifenrath J, Angrisani N, Lalk M, Besdo S. Replacement, Refinement, and Reduction: Necessity of Standardization and Computational Models for Long Bone Fracture Repair in Animals: Fracture Models in Orthopaedic Research. J Biomed Mater Res A. 2014;102:2884-2900. https://doi.org/10.1002/jbm.a.34920
  5. Muschler GF, Raut VP, Patterson TE, Wenke JC, Hollinger JO. The Design and Use of Animal Models for Translational Research in Bone Tissue Engineering and Regenerative Medicine. Tissue Eng. Part B Rev. 2010;16:123-145.  https://doi.org/10.1089/ten.teb.2009.0658
  6. Thomas B, Bhat K, Mapara M. Rabbit as an Animal Model for Experimental Research. Dent Res J. 2012;9:111.  https://doi.org/10.4103/1735-3327.92960
  7. Hudieb M, Haddad A, Bakeer M, Alkhazaaleh A, AlKhader M, Taani D, Kasugai S. Influence of Age on Calvarial Critical Size Defect Dimensions: A Radiographic and Histological Study. J Craniofac Surg. 2021;32:2896-2900. https://doi.org/10.1097/scs.0000000000007690
  8. Marei HF, Mahmood K, Almas K. Critical Size Defects for Bone Regeneration Experiments in the Dog Mandible: A Systematic Review. Implant Dent. 2018;27:135-141.  https://doi.org/10.1097/id.0000000000000713
  9. Li Y, Chen S-K, Li L, Qin L, Wang X-L, Lai Y-X. Bone Defect Animal Models for Testing Efficacy of Bone Substitute Biomaterials. J Orthop Transl. 2015;3:95-104.  https://doi.org/10.1016/j.jot.2015.05.002
  10. Delgado-Ruiz RA, Calvo-Guirado JL, Romanos GE. Critical Size Defects for Bone Regeneration Experiments in Rabbit Calvariae: Systematic Review and Quality Evaluation Using ARRIVE Guidelines. Clin Oral Implants Res. 2015;26:915-930.  https://doi.org/10.1111/clr.12406
  11. Delgado‐Ruiz RA, Calvo‐Guirado JL, Romanos GE. Critical Size Defects for Bone Regeneration Experiments in Rabbit Calvariae: Systematic Review and Quality Evaluation Using ARRIVE Guidelines. Clin Oral Implants Res. 2015;26:915-930.  https://doi.org/10.1111/clr.12406
  12. Turri A, Dahlin C. Comparative Maxillary Bone-Defect Healing by Calcium-Sulphate or Deproteinized Bovine Bone Particles and Extra Cellular Matrix Membranes in a Guided Bone Regeneration Setting: An Experimental Study in Rabbits. Clin Oral Implants Res. 2015;26:501-506.  https://doi.org/10.1111/clr.12425
  13. Щербаков Д.А., Лебедева А.И., Каримова А.И. Восстановление переднелатеральной стенки верхнечелюстного синуса аллогенными биоматериалами. Гены и Клетки. 2014;9:2:104-109. 
  14. Casteleyn C. Topography of the Rabbit Paranasal Sinuses as a Prerequisite to Model Human Sinusitis. Rhinol J. 2010;48.  https://doi.org/10.4193/rhin09.193
  15. Lim H-C, Zhang M-L, Lee J-S, Jung U-W, Choi S-H. Effect of Different Hydroxyapatite:β-Tricalcium Phosphate Ratios on the Osteoconductivity of Biphasic Calcium Phosphate in the Rabbit Sinus Model. Int J Oral Maxillofac Implants. 2015;30:65-72.  https://doi.org/10.11607/jomi.3709
  16. Ho SKC, Peel SAF, Hu ZM, Sándor GKB, Clokie CML. Augmentation of the Maxillary Sinus: Comparison of Bioimplants Containing Bone Morphogenetic Protein and Autogenous Bone in a Rabbit Model. 2010;7. 
  17. Park S-H, Choi H, Lee S-B, Zhang C, Otgonbold J, Cho J-G, Han JS. A Rabbit Maxillary Sinus Model with Simultaneous Customized-Implant Placement: Comparative Microscopic Analysis for the Evaluation of Surface-Treated Implants: Rabbit Sinus Model for Implant Evaluation. Microsc Res Tech. 2015;78:697-706.  https://doi.org/10.1002/jemt.22527
  18. Khodakaram-Tafti A, Mehrabani D, Shaterzadeh-Yazdi H, Zamiri B, Omidi M. Tissue Engineering in Maxillary Bone Defects. 2018;9. 
  19. Васильев А.Ю., Буланова И.М., Мальгинов Н.Н., Киселева Е.В., Черняев С.Е., Никулина О.М., Тарасенко И.В., Воложин А.И. Возможности цифровой микрофокусной рентгенографии при оценке репаративной регенерации костной ткани в эксперименте. Вестник Рентгенологии и Радиологии. 2008;2-3:21-25. 
  20. Новиков С.В., Румакин, В.П., Иванова, А.С. Экспериментальное гистологическое исследование костных регенератов, полученных из костных аутоаугментатов различных донорских зон кроликов. Пародонтология. 2012;17:4(65):55-59. 
  21. Covani U, Giammarinaro E, Panetta D, Salvadori PA, Cosola S, Marconcini S. Alveolar Bone Remodeling with or without Collagen Filling of the Extraction Socket: A High-Resolution X-Ray Tomography Animal Study. J Clin Med. 2022;11:2493. https://doi.org/10.3390/jcm11092493
  22. Zhang W, Yu M, Cao Y, Zhuang Z, Zhang K, Chen D, Liu W, Yin J. An Anti-Bacterial Porous Shape Memory Self-Adaptive Stiffened Polymer for Alveolar Bone Regeneration after Tooth Extraction. Bioact Mater. 2023;21:450-463.  https://doi.org/10.1016/j.bioactmat.2022.08.030
  23. Schwarz F, John G, Becker J, Grötz KA, Sader R, Mihatovic I. Influence of Ridge Preservation Procedures on Extraction Socket Healing under Antiresorptive Therapy: An Experimental Study in Rabbits. Clin Implant Dent Relat Res. 2020;22:477-485.  https://doi.org/10.1111/cid.12916
  24. Textbook of Rabbit Medicine; Varga, M., Ed., 2. ed., Elsevier Butterworth Heinemann: Edinburgh; 2014.
  25. Gu R-D. Biocompatibility of Polyetheretherketone for the Treatment of Orbital Bone Defects. Int J Ophthalmol. 2020;13:725-730.  https://doi.org/10.18240/ijo.2020.05.05
  26. Lazarenko VV, Proskurin YV, Volkov VA, Kirichenko AK, Shishatskaya EI, Shumilova AA. Reconstruction of Model Defects of the Orbit of Laboratory Animals with Use of Resorbabl 3D Plates. J Sib Fed Univ Biol. 2016;9:98-108.  https://doi.org/10.17516/1997-1389-2016-9-1-98-108
  27. Кочарян Е.З., Федоров Д.Н., Ахмедов Ш.М., Жидков И.Л., Ситниченко Н.В., Мухамедов И.Т., Корвяков В.С., Меланьин В.Д., Лекишвили М.В., Зелянин А.С. и др. Сравнительное изучение регенерации теменных костей кролика после пластики дефекта перфоостом, коллапаном-Д, алло- и аутохрящом. Клиническая и экспериментальная морфология. 2016;4(20):43-48. 
  28. Кочарян Е.З., Федоров Д.Н., Ахмедов Ш.М., Жидков И.Л., Ситниченко Н.В., Мухамедов И.Т., Корвяков В.С., Меланьин В.Д., Лекишвили М.В., Зелянин А.С. Сравнительное изучение регенерации теменных костей кролика после пластики дефекта цельными аутокостными трансплантатами и их стружкой в комплексе с фибриновым клеем. Клиническая и экспериментальная морфология. 2015;2(14):15-20. 
  29. Lee Y-C, Chan Y-H, Hsieh S-C, Lew W-Z, Feng S-W. Comparing the Osteogenic Potentials and Bone Regeneration Capacities of Bone Marrow and Dental Pulp Mesenchymal Stem Cells in a Rabbit Calvarial Bone Defect Model. Int J Mol Sci. 2019;20:5015. https://doi.org/10.3390/ijms20205015
  30. Lappalainen O-P, Korpi R, Haapea M, Korpi J, Ylikontiola LP, Kallio-Pulkkinen S, Serlo WS, Lehenkari P, Sándor GK. Healing of Rabbit Calvarial Critical-Sized Defects Using Autogenous Bone Grafts and Fibrin Glue. Childs Nerv Syst. 2015;31:581-587.  https://doi.org/10.1007/s00381-014-2588-z
  31. Li G, Wang J, Ren G, Hao F, Zhang Y, Shi P, Liu X, Dong F. Morphological Observation on Critical-Sized Cranial Defect Repaired by Icariin and Autologous Concentrate Growth Factors in Rabbits. Med Sci Monit. 2017; 23:2373-2381. https://doi.org/10.12659/msm.900098
  32. Valdivia-Gandur I, Engelke W, Beltrán V, Borie E, Fuentes R, Manzanares-Céspedes M.C. Novel Use of Cranial Epidural Space in Rabbits as an Animal Model to Investigate Bone Volume Augmentation Potential of Different Bone Graft Substitutes. Head Face Med. 2016;12:35.  https://doi.org/10.1186/s13005-016-0131-z
  33. Lee K-G, Lee K-S, Kang Y-J, Hwang J-H, Lee S-H, Park S-H, Park Y, Cho Y-S, Lee B-K. Rabbit Calvarial Defect Model for Customized 3D-Printed Bone Grafts. Tissue Eng. Part C Methods. 2018;24:255-262.  https://doi.org/10.1089/ten.tec.2017.0474
  34. Eloy JA, Altman JI, Hoch BL, Munoz CM, Shohet MR. Comparison of Fast-Setting Calcium Phosphate Bone Cement and Fat Autograft in a Rabbit Model of Frontal Sinus Obliteration. Am J Rhinol. 2007;21:504-509.  https://doi.org/10.2500/ajr.2007.21.3053
  35. Altman JI, Eloy JA, Hoch BL, Munoz CM, Shohet MR. Demineralized Bone Matrix and Fat Autograft in a Rabbit Model of Frontal Sinus Obliteration. Otolaryngol. Neck Surg. 2007;137:264-268.  https://doi.org/10.1016/j.otohns.2007.01.020
  36. Koike T, Sha J, Bai Y, Matsuda Y, Hideshima K, Yamada T, Kanno T. Efficacy of Bacterial Cellulose as a Carrier of BMP-2 for Bone Regeneration in a Rabbit Frontal Sinus Model. Materials. 2019;12:2489. https://doi.org/10.3390/ma12152489
  37. Uçar C, Ceylan S, Gürbüz D, Savaş Y, Huq G.E. Frontal Sinus Obliteration by A Composite Multifractured Osteoperiosteal Flap: A Pilot Study. Ann Plast Surg. 2009;63:552-555.  https://doi.org/10.1097/sap.0b013e3181935a3c

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.