Лидирующие позиции для лечения пациентов с депрессивным состоянием занимает антидепрессант (±)-N-метил-3-фенил-3-(пара-трифторметил) феноксипропиламина гидрохлорид (флуоксетин) [1—2].

Флуоксетин — белый кристаллический порошок, хорошо растворимый в метаноле, этаноле, ацетонитриле, хлороформе и ацетоне, растворимый в этилацетате, дихлорэтане, воде (14 г/л); нерастворим в толуоле, циклогексане, гексане. При приеме внутрь хорошо всасывается из пищеварительного тракта (до 95% принятой дозы); применение с пищей незначительно тормозит его всасывание. C_max в плазме крови достигается через 6—8 ч. Биодоступность флуоксетина после приема внутрь составляет более 60%. Период полувыведения (T_1/2) 1—3 сут после однократного приема и 4—6 сут при длительном введении. При нарушении функции почек выведение флуоксетина и его метаболитов замедляется [1, 2].

Флуоксетин в соответствии с приказом Минздрава России №460 от 29 декабря 2000 г. «Об утверждении учетной документации токсикологического мониторинга» включен в «Перечень наименований токсичных веществ, наиболее часто встречающихся при острых отравлениях». Острые отравления часто обусловлены использованием лекарственного средства для самолечения и с суицидальной целью. Особую опасность представляют отравления детей, которых привлекает внешний вид лекарства или упаковка. Чаще отравления имеют смешанный характер как результат случайного приема внутрь (или с суицидальной целью) сразу нескольких видов психотропных препаратов. Встречаются случаи отравления больных, принимающих флуоксетин в сочетании с другими психотропными лекарственными средствами: амитриптилином, аминазином, азалептином, трифтазином, неулептилом, галоперидолом, хлорпротексеном, мелипрамином, алпрозоламом, спитомином, респиридоном, сульпиридом.

Закономерность распределения флуоксетина в биологическом материале изучена недостаточно.

Цель исследования — изучение специфики распределения флуоксетина при отравлении в органах и жидкостях теплокровных организмов (крысы).

Материал и методы

Объект исследования — субстанция(±)-N-метил-3- фенил-3-(пара-трифторметил) феноксипропиламина гидрохлорида (флуоксетин) с содержанием основного вещества не менее 99,9%, соответствующая НД (ФС 42-12604-02).

Для экспериментов использовали крыс породы Wistar массой 180 г: пять опытных групп и контрольная, каждая по 5 особей. Каждой особи опытных групп вводили в желудок с помощью зонда флуоксетин в количестве, соответствующем тройной LD_50. Введение тройной LD_50, доказано в эксперименте и гарантированно приводит к гибели особей. После гибели животных (через 18 ч после введения отравляющего вещества) их трупы вскрывали, проводили забор одинаковых биологических объектов (органы и биожидкости) в каждой опытной группе, объединяли и определяли в них содержание флуоксетина. Параллельно исследованию подвергали органы и биожидкости животных контрольной группы [3—7].

В качестве аналитических методов применяли тонкослойную хроматографию (ТСХ), УФ-спектрофотометрию, высокоэффективную жидкостную хроматографию (ВЭЖХ) [8].

Изолирование. Навеску измельченного органа или определенный объем биологической жидкости заливали трехкратно раствором щавелевой кислоты (pH 2,0), настаивали в течение 1 ч, вытяжки объединяли, фильтровали и центрифугировали. Экстракцию флуоксетина из центрифугатов осуществляли дихлорэтаном pH 10,0 в присутствии электролита насыщенного раствора натрия сульфата двукратно в течение 7 мин, извлечения объединяли. Растворитель удаляли при комнатной температуре.

Идентификация в тонком слое сорбента. На линию старта хроматографической пластинки «Сорбфил» микропипеткой наносили по 0,4 мл извлечений флуоксетина, полученного растворением сухого остатка в 10 мл этанола. Пластинку высушивали и хроматографировали в системе толуол—ацетон — 25% раствор аммиака (50:50:4) восходящим методом. После прохождения фронта растворителя пластинку вынимали из камеры, сушили при комнатной температуре в течение 20 мин, детектировали пятна в УФ-свете при длине волны 254 нм [9].

Идентификация с использованием УФ-спектрофотометрии. Обнаружение флуоксетина в извлечениях методом УФ-спектрофотометрии проводили по следующей методике [10]: к сухому остатку добавляли 10 мл этанола, отбирали 1 мл раствора, помещали в мерную колбу вместимостью 100 мл, доводили до метки раствором 0,1 M хлористоводородной кислоты. Регистрировали спектр поглощения раствора флуоксетина на спектрофотометре в кювете с толщиной слоя 10 мм при λ=220—400 нм.

Идентификация и количественное определение методом ВЭЖХ. Обнаружение и количественное определение флуоксетина в извлечениях методом ВЭЖХ проводили по следующей методике [11]: использовали колонку с обращенно-фазовым сорбентом ProntoSIL-120-5 C18 AQ. Подвижная фаза состояла из элюентов: 1 — 4 M раствор лития перхлората — 0,1 M раствор хлористоводородной кислоты (5:95); 2 — ацетонитрил. Условия проведения анализа: линейный градиент растворителя 3700 мкл от 5 до 70% ацетонитрила, скорость потока 100 мкл/мин, температура колонки 40 °C, объем пробы 2 мкл, λ=280 нм. Количественное содержание флуоксетина в извлечениях рассчитывали по стандартному образцу.

Статистическую обработку результатов анализа проводили по методике, изложенной в ГФ XIV.

Результаты и обсуждение

Идентификацию флуоксетина в тонком слое сорбента проводили путем просмотра пластин в УФ-свете (λ=254 нм) и посредством опрыскивания реактивом Драгендорфа. Значение R_f пятна извлечения флуоксетина из биологического материала соответствовало значению R_f стандартного образца свидетеля флуоксетина (0,60±0,01).

УФ-спектр стандартного образца флуоксетина в 0,1 M растворе хлористоводородной кислоты характеризуется двумя полосами поглощения с максимумами поглощения при длине волны 224±1 и 262±1 нм (рис. 1). Это соответствует максимумам поглощения флуоксетина в извлечениях, полученных из биологических объектов и биожидкостей.

Рис. 1. УФ-спектр поглощения флуоксетина.

1 — раствор вещества, извлеченного из почек; 2 — раствор вещества, извлеченного из печени; 3 — 0,03% раствор вещества-стандарта; 4 — раствор вещества, извлеченного из крови; 5 — раствор вещества, извлеченного из мочи.

При обнаружении флуоксетина методом ВЭЖХ на хроматограмме стандартного образца наблюдали один пик с временем удерживания 30,2 мин (рис. 2), что совпадало со временем удерживания флуоксетина, полученного после извлечения из биологических объектов.

Рис. 2. Хроматограмма стандартного раствора флуоксетина в метаноле с концентрацией 0,5 мг/мл.

Для количественного определения флуоксетина в биологических объектах использовали метод внешнего стандарта. Расчеты выполняли по программе «МультиХром» (ЗАО «Амперсенд», Москва). Линейная зависимость площади пика флуоксетина от концентрации соответствует интервалу концентрации 0,02—0,5 мг/мл. Такая зависимость описывается уравнением градуировочного графика: y=56,088x.

Результаты количественного определения флуоксетина в моче, крови, печени, почках, тонкой кишке отравленных животных, отражающие особенности распределения флуоксетина у теплокровных животных (крысы), приведены в таблице.

Содержание флуоксетина в организме теплокровных животных (крысы)

Из данных таблицы видно, что соединение флуоксетина присутствует во всех исследованных органах и биожидкостях: в почках — 12,94±2,18 мг/100 г, тонкой кишке с содержимым — 9,50±1,90 мг/100 г, печени — 9,28±1,37 мг/100 г. Меньшее количество флуоксетина обнаружили в моче и крови.

Заключение

Исследовали распределение флуоксетина у теплокровных животных (крысы) при введении тройной LD₅₀ вещества в желудок. Исследуемое вещество обнаружили в почках, печени, тонкой кишке, моче и крови в неизмененном виде.

Наибольшее количество флуоксетина выявили в почках — 12,94±2,18 мг/100 г, тонкой кишке с содержимым — 9,50±1,90 мг/100 г и печени — 9,28±1,37 мг/100 г.

Полученные данные внедрены в работу химико-токсикологической лаборатории бюро судебно-медицинской экспертизы Иркутска.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.