Анализ данных литературы [7-10] последнего десятилетия показал, что стоматологи, выявив преимущества применения лазертерапии, начали активно использовать в клинической практике лазерные технологии в качестве альтернативы традиционным методам лечения. Достаточно широко освещаются вопросы применения лазерной техники при хирургических вмешательствах как на мягких, так и на твердых тканях [2, 4, 11]. При этом практически не исследовано действие лазерного излучения на метаболические процессы, протекающие в минерализованных тканях.

Вовлечение клеток в процесс репарации в зоне повреждения кости стимулируется различными факторами роста - трансформирующим фактором роста-1β (ТФР-1β), морфогенетическим белком кости, инсулиноподобным фактором роста, фактором роста фибробластов, тромбоцитов, колониестимулирующим и гормонами - паратиреоидным, кальцитриолом, а также связывающим фактором ядра альфа-1 [1]. ТФР-1β и основной фактор роста фибробластов-β (оФРФ) могут как продуцироваться в растворимом виде, так и экспрессироваться на поверхности плазматической мембраны клеток или связываться внеклеточным матриксом. Действие этих факторов роста осуществляется через прямые межклеточные и клеточно-матриксные контакты. Усиление образования матриксассоциированных форм оФРФ и ТФР-β коррелирует с качественными и количественными изменениями состава внеклеточного матрикса и уровня пролиферативной активности мезенхимальных клеток [5]. ТФР действует различно. Он является фактором хемотаксиса для моноцитов и фибробластов, мощным иммунодепрессантом, поскольку подавляет пролиферацию и функцию Т- и В-лимфоцитов и эндотелиальных клеток, а также, влияя на остеобласты, индуцирует синтез белков внеклеточного матрикса [3].

Другой фактор роста, участвующий в репарации - оФРФ-β принадлежит к большому семейству ростовых факторов фибробластов. Связываясь с протеогликанами, содержащими гепарансульфат, оФРФ-β может диффундировать через строму к клеткам-мишеням и стимулирует invitro и in vivo пролиферацию всех типов клеточных элементов, вовлеченных в процесс заживления [6].

В настоящей работе было изучено содержание оФРФ-β и трансформирующего ТФР-1β после остеотомии эпифиза бедренной кости крыс излучением эрбиевого лазера и ротационным механическим инструментом в динамике репарации.

Эксперимент был проведен на 72 беспородных половозрелых крысах-самцах массой 250-300 г, содержавшихся на стандартном рационе вивария при свободном доступе к воде и пище. Эксперименты ставили в соответствии с правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных, одобренными комитетом по этике МГМСУ.

Животным 1-й группы (n=36) костный дефект на эпифизе бедренной кости с обеих сторон формировали с помощью физиодиспенсера с частотой вращения бора до 2000 об/мин с водным охлаждением и специальным окончатым трепаном диаметром 1,4 мм (операционный доступ для формирования дефекта костной ткани делался шире, чем при использовании лазерного излучения). Во 2-й группе животных (n=36) костный дефект в области эпифиза бедра формировали с помощью излучения высокоинтенсивного импульсного твердотельного эрбиевого лазера Smart 2940 D Plus в режиме «very short» (время экспозиции 230 мкс) с водно-воздушным спреем. Диаметр светового пятна соответствовал диаметру окончатого трепана. Перед оперативным вмешательством осуществлялась премедикация животных всех опытных групп седативным препаратом ветранквил в дозе 0,0175 мл 1% раствора на 1 г массы животного. Операцию проводили под эфирным наркозом. Рану ушивали на себя послойно: мышцу - кетгутом, кожу - «Резорба» №4. После операции для профилактики воспалительных осложнений всем животным вводили 1,5 мл гентамицина.

Крыс всех экспериментальных групп в 1, 5, 10, 15, 20 и 40-е сутки декапитировали под эфирным наркозом, с соблюдением правил эвтаназии, согласно принятой в 1973 г. Хельсинкской декларации о гуманном отношении к животным. Извлекали бедренные кости, выпиливали фрагменты в области дефекта. Очищенную от мягких тканей кость растирали в фарфоровой ступке с кварцевым песком на холоду в соотношении 1:1. Растворимые белки экстрагировали 0,5 М раствором NaCl в соотношении 1:10. Полученные гомогенаты центрифугировали при 3000 об/мин в течение 15 мин и в биоптатах костной ткани с использованием коммерческих тест-наборов иммуноферментным методом определяли содержание оФРФ («BioSource») в нанограммах на 1 мг ткани и ТФР-1β («Bender MedSystem») в пикограммах на 1 мг ткани. Статистическую обработку полученных данных проводили с использованием пакета прикладных программ Statistica 6.0. Значимость различий для количественных переменных между группами оценивали по критерию Манна-Уитни. Различия считали статистически значимыми при p<0,05.

Наши исследования показали, что через 1 день эксперимента в области костного дефекта, вызванного ротационным инструментом (1-я группа), наблюдалось достоверное (р<0,05) увеличение содержания оФРФ-β (118±12,8 нг на 1 мг ткани) по отношению к группе животных, у которых дефект вызывали излучением эрбиевого лазера (87,9±10,4 нг на 1 мг ткани). Данные представлены на рис. 1.

На 5-й день репарации костной ткани в 1-й группе животных в костных биоптатах отмечалось снижение содержания исследуемого пептида, а в группе животных, которых травмировали лазером, количество оФРФ-β недостоверно (р>0,5) увеличивалось по сравнению с 1-м днем заживления костной раны. К 10-му дню остеорепарации значения содержания оФРФ-β в биоптатах костной ткани между группами животных выравнивались.

К 40-му дню опыта количество оФРФ-β в группе животных, у которых костный дефект формировали ротационным инструментом, достоверно (р<0,05) снижалось относительно 1-го и 5-го дней эксперимента. В то же время сопоставление количества данного фактора роста в костных биоптатах между группами в этот срок показало, что содержание оФРФ-β было достоверно (р<0,05) ниже у животных 1-й группы.

Определение содержания ТФР-1β в биоптатах костной ткани крыс показало, что в 1-й день регенерации костной ткани в группе животных, которым костный дефект формировали ротационным инструментом, содержание исследуемого пептида было ниже (3393±357 пг на 1 мг ткани), чем в группе животных, оперированных эрбиевым лазером (6560±1953 пг на 1 мг ткани), но эти различия были недостоверными (р>0,05) (рис. 2).

На 5, 10, 15, 20 и 40-й дни эксперимента содержание ТФР-1β в биоптатах костной ткани животных достоверно не различалось между группами. Однако в группе животных, которым костный дефект формировали лазером, на 15, 20 и 40-й дни эксперимента количество ТФР-1β снижалось по сравнению с более ранними сроками остеорепарации, причем значения, полученные на 40-й день опыта, отличались достоверно (р<0,05) от значений 1, 5 и 20-го дня заживления костного дефекта. Во 2-й группе животных достоверные различия в количестве ТФР-1β наблюдались между 1, 5 и 20-м днем репарации кости (р<0,05). К 40-му дню опыта содержание ТФР-1β в костном регенерате животных обеих групп было сопоставимо.

Обращает на себя внимание тот факт, что в регенератах костной ткани животных, дефект которой сформирован ротационным инструментом, к 40-му дню опыта выявлялось постепенное снижение количества исследованных факторов роста, а в группе животных, которых оперировали лазером, это снижение происходило неравномерно.

Наши результаты в определенной степени соотносятся с ранее проведенными гистологическими исследованиями [4], в ходе которых было выявлено, что в костной ране, сформированной лазерным излучением, к 40-му дню опыта происходило полное замещение раневого дефекта пластинчатой костью. Вместе с тем на ранних сроках репарации костной ткани в зоне дефекта выявлялись участки неравномерного скопления клеточных элементов, в частности макрофагов, фибробластов и остеобластов.