Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.

Филина Ю.В.

ФГАУОУ ВО «Казанский (Приволжский) федеральный университет»

Фейсханов А.К.

ФГАУОУ ВО «Казанский (Приволжский) федеральный университет»

Ибрагимова А.Р.

ФГБУН «Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова» Российской академии наук

Ризванов А.А.

ФГАУОУ ВО «Казанский (Приволжский) федеральный университет»

Мифтахова Р.Р.

ФГАУОУ ВО «Казанский (Приволжский) федеральный университет»

Роль белка-организатора системы планарной клеточной полярности (CELSR1) в развитии первичной лимфедемы

Авторы:

Филина Ю.В., Фейсханов А.К., Ибрагимова А.Р., Ризванов А.А., Мифтахова Р.Р.

Подробнее об авторах

Журнал: Флебология. 2024;18(2): 163‑172

Прочитано: 1060 раз


Как цитировать:

Филина Ю.В., Фейсханов А.К., Ибрагимова А.Р., Ризванов А.А., Мифтахова Р.Р. Роль белка-организатора системы планарной клеточной полярности (CELSR1) в развитии первичной лимфедемы. Флебология. 2024;18(2):163‑172.
Filina YuV, Feyskhanov AK, Ibragimova AR, Rizvanov AA, Miftakhova RR. Cadherin EGF LAG Seven-Pass G-type Receptor 1 (CELSR1) in Primary Lymphedema. Journal of Venous Disorders. 2024;18(2):163‑172. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/flebo202418021163

CELSR и планарная клеточная полярность

Лимфедема — заболевание, характеризующееся застоем богатой белком жидкости в интерстициальных тканях, когда скорость продукции лимфы превышает скорость ее удаления [1]. Первичная лимфедема (ПЛ), включая изолированные, синдромные и системные формы, встречается с частотой около 1,00—1,15 на 100 тыс. человек в возрасте до 20 лет [2, 3], возникает вследствие врожденной дисплазии, гипоплазии или гиперплазии компонентов лимфатической системы, вызванной генетическими нарушениями. В настоящее время выделяют до 13 форм изолированной ПЛ и несколько системных и синдромных форм, включая синдром лимфангиэктазии-лимфедемы Хеннекама, лимфедему-дистихиаз, холестаз-лимфедему и др. [4]. Мутации в семи генах (FLT4, GJC2, FOXC2, SOX18, GATA2, CCBE1 и PTPN14) ответственны за развитие 36% наследственных и 8% спорадических случаев заболевания [5]. Большинство из них связаны с сигнальным путем рецептора фактора роста эндотелия сосудов 3 (Vascular Endothelial Growth Factor Receptor 3, VEGFR3), который отвечает за эмбриональный лимфангиогенез [4]. Дефекты передачи сигнала VEGFR3 приводят к аплазии лимфатических сосудов и развитию врожденной лимфедемы типа 1A (лимфедема Милроя) [4, 6—8].

Сигнальный путь VEGFR3 является основным, но не единственным биологическим механизмом, отвечающим за развитие патологии лимфатической системы. Появляется все больше сообщений об ассоциации нарушений в белках (генах), ответственных за морфологию сосудов, с развитием ПЛ: атипичного кадгерина FAT4 и синдрома лимфангиэктазии-лимфедемы Хеннекама 2 (код по электронной базе данных «Менделевское наследование у человека», Online Mendelian Inheritance in Man, OMIM: 616006), коннексина GJC2 и лимфатической мальформации 3 (OMIM: 613480), компонента механочувствительного ионного канала PIEZO1 и лимфатической мальформации 6 (OMIM: 616843), рецептора адгезии CELSR1 — организатора комплекса планарной клеточной полярности (Planar Cell Polarity, PCP) — и лимфатической мальформации 9 (ЛМ9; OMIM: 619319) [9].

Понятие «планарная клеточная полярность» обозначает способность клеток к образованию поляризованных межклеточных контактов, определяющих кооперативное поведение клеток для формирования нормальной структуры органов и тканей и сам процесс образования таких контактов. PCP представляет собой неканонический путь передачи сигнала WNT без участия β-катенина. Белки, вовлеченные в данный процесс, были описаны при изучении строения крыла Drosophila melanogaster. Основной (коровый) модуль включает 6 участников: трансмембранные компоненты Frizzled (Fzd), Vangl и Flamingo (Fmi у дрозофилы; Celsr1 у позвоночных), цитоплазматические Disheveled (Dvl), Prickle (Pk) и Diego (Dgo у дрозофилы, Inversin/Diversin у позвоночных). Flamingo (Celsr1) формирует транс-димеры и участвует в организации поляризованных структур между соседними клетками в плоскости эпителия [10, 11] и оказывают координирующий эффект при распространении сигнала от клетки к клетке [12, 13] (рис. 1).

Рис. 1. Модель организации комплекса планарной клеточной полярности и патологии, ассоциированные с нарушениями структуры комплекса.

CELSR1 (ADGRC1), CELSR2 (ADGRC2, MEGF3) и CELSR3 (ADGRC3, MEGF2, Fm1, EGFL1) составляют подсемейство C-рецепторов адгезии, сцепленных с G-белком (Adhesion G protein-coupled receptor, ADGRC) [11, 14]. Белки CELSR являются неклассическими кадгеринами, которые, в отличие от классических представителей, не взаимодействуют с катенинами. В структуре CELSR выделяют крупный эктодомен, состоящий из 2700 аминокислот, который включает 8 или 9 N-концевых кадгериновых повторов, до 8 доменов, подобных эпидермальному фактору роста, до двух повторов ламинина G-типа, EGF-подобный ламинин, один мотив гормонального рецептора (HRM) и домен GAIN (GPCR Autoproteolysis INduction). В мембрану встроен 7-трансмембранный домен (7-ТМ), внутриклеточный цитоплазматический хвост имеет размер 300—600 аминокислотных остатков (P35916 VGFR3_HUMAN) [11, 15] (рис. 2).

Рис. 2. Структура белка CELSR1.

Представлены основные домены и их относительный размер в соответствии с количеством аминокислотных остатков в каждом домене.

Функционирование белков семейства CELSR на молекулярном уровне во многом остается малопонятным. Как и большинство членов семейства ADGR, они являются орфанными рецепторами с неизвестным механизмом активации. Даже предположение о связи CELSR с гетеротримерным G-белком основано только на наличии характерного для GPCR 7-трансмембранного домена, а участок, взаимодействующий с каким-либо G-белком, пока не идентифицирован. Кадгериновые, EGF-подобные и ламининовые повторы придают адгезивные свойства и облегчают межклеточную коммуникацию, а домены GAIN и ламинин могут связывать неидентифицированные лиганды. Участок GPS в домене GAIN у большинства ADGR отвечает за автопротеолиз внеклеточного домена, протекающий в просвете эндоплазматического ретикулума при биосинтезе рецепторов. Зрелые ADGR обычно расщеплены и существуют в виде нековалентно связанного комплекса N- и C-концевых фрагментов, но некоторые из них, в том числе CELSR1, не расщепляются из-за отсутствия консенсусной каталитической последовательности (Leu↓Thr/Ser/Cys) в GPS [11]. Экспериментальные данные свидетельствуют о том, что ADGR способны активировать сигнальные события, не связанные с G-белками, а основанные на гомофильных транс-взаимодействиях, которые необходимы для планарной клеточной полярности [11].

Гомологи генов и белков подсемейства ADGRC присутствуют у большинства животных, включая кишечнополостных, насекомых, асцидий, ланцетников, желудевых червей и высших позвоночных. Как упоминалось выше, структура комплекса PCP была исследована на клетках крыла D. melanogaster, а при помощи модельных линий мышей с мутациями и нокаутом Celsr1 были выявлены особенности экспрессии и определена роль Celsr1 при органогенезе и функционировании различных систем организма (табл. 1). Одной из первых таких моделей стали линии мышей Spin cycle (CelsrScy, p.N1110K) и Crash (CelsrCrsh, p.D1040G) с миссенс-мутациями в области кадгериновых повторов CELSR1, разработанные J. Curtin и соавт. в 2003 г. [16].

Таблица 1. Экспериментальные модели для исследования CELSR1

Модель

Фенотип/результат исследования

Источник

Мыши CelsrCrsh и CelsrScy

Гетерозиготные и гомозиготные мутанты имеют дефекты ориентации сенсорных волосковых клеток в кортиевом органе, у гомозиготных мутантов обнаруживаются серьезные дефекты нервной трубки в результате неспособности инициировать ее закрытие

[16]

Мыши CelsrCrsh

Инициация волосяных фолликулов совпадает с асимметричным перераспределением Vangl2, Celsr1 и Fzd6 в базальном слое эмбрионального эпидермиса. Мутация CelsrCrsh нарушает поляризацию и ориентацию волосяных фолликулов; гомотипические внутриклеточные взаимодействия Celsr1 необходимы для рекрутирования Vangl2 и Fzd6 в места межклеточных контактов

[17]

Мыши Celsr1-/-

Гомозиготные животные имеют изогнутый или петлеобразный хвост, около 20% погибают внутриутробно из-за дефектов нервной трубки с разной степенью закрытия

[18]

Мыши CelsrCrsh

Белок Celsr1 распределяется на базальной поверхности нейроэпителиальных клеток в ранней нервной трубке и в группе клеток желудочковой зоны на средней линии развивающегося спинного мозга

[19]

Мыши Celsr1-/-

Эндотелиальные клетки подвергаются коллективной миграции во время морфогенеза лимфатических клапанов, передача сигнала PCP направляет перестройки клапанообразующих эндотелиальных клеток, регулирует формирование и стабилизацию адгезивных соединений

[20]

Мыши Celsr1-/-

У мышей с нокаутом Celsr1 нарушена пространственная организация нейронов во внутреннем ухе

[21]

Мыши Celsr1-/-

У мышей с нокаутом Celsr1 нарушены вестибуло-окулярные рефлексы: спонтанный нистагм, снижение слуха, нарушение координации

[22]

Мыши CelsrCrsh/+

Celsr1Crsh физически взаимодействует с белками PCP, но не может организовать их в асимметричные соединительные комплексы, нарушаются латеральные взаимодействия между клетками

[23]

Мыши Celsr1-/-

У мышей с нокаутом Celsr1 нарушается внутриклеточная полярность и межклеточная координация ресничных клеток яйцевода

[24]

Эмбрионы с гомозиготными мутациями были нежизнеспособны вследствие серьезного дефекта нервной трубки — неспособности инициировать ее закрытие от границы среднего/заднего мозга по всему позвоночнику. Гетерозиготные особи имели отклонения в функционировании вестибулярного аппарата, проявлявшиеся в характерном поведении: встряхивании головой, скручивании, вращении во время подвешивания за хвост. У мутантных мышей также отмечались слуховые нарушения, и при исследовании кортиева органа взрослой особи были обнаружены дефекты ориентации стереоцилиарных пучков [16]. Полное отсутствие (нокаут) CELSR1, по-видимому, является даже менее критичным, чем патогенные мутации: было показано, что летальность у эмбрионов мыши Celsr1-/- составляет около 20% [18]. Таким образом, при помощи мутантных мышей (и других животных моделей) были выявлены основные «мишени» CELSR1: нервная трубка и ее производные [16, 19], волосы [17], стереоцилии и нейроны внутреннего уха [21, 22], ресничные клетки яйцевода [24] и других трубчатых органов, клапаны эндотелиальных сосудов [20].

CELSR1 и лимфедема

CELSR1 имеет критически важное значение для эмбрионального развития лимфатической системы. В процессе формирования лимфатических и венозных клапанов эндотелиальные клетки удлиняются, подвергаются переориентации и скоординированной миграции в просвет сосуда, где инициируют формирование створок клапана. Celsr1 в сосудах мыши начинает экспрессироваться при формировании клапанов, на 16-й день эмбрионального развития (E16—E16.5) [20], что примерно соответствует 23-й гестационной неделе у человека [25]. Нокаут Celsr1 у мышей приводит к нарушению межклеточных контактов, эндотелиальные клетки не способны перестраиваться и принимать перпендикулярную ориентацию в местах инициации клапана, что приводит к его аплазии. Дисфункция клапанов препятствует способности лимфатической системы собирать и выводить богатую белком жидкость из тканей, что может привести к лимфатическому отеку [26]. При этом Celsr1 необходим для формирования, но не для поддержания структуры лимфатической системы — нокауты после образования клапана не влияют на сосуды [20].

Нарушения CELSR1 ассоциированы с развитием ЛМ9. На сегодняшний день опубликовано менее 10 экспериментальных статей, описывающих генетические особенности и клинико-фенотипические признаки заболевания (табл. 2). Показано, что ЛМ9 относится к формам с ранней манифестацией (первая декада жизни), характеризуется неполной пенетрантностью и вариабельностью тяжести проявлений, поражает преимущественно женщин. Частота заболевания пока не установлена, но в наиболее крупном исследовании P. Maltese и соавт. инактивирующие мутации CELSR1 были выявлены у 5 из 95 пациентов с ПЛ [1]; таким образом, частоту ЛМ9 среди пациентов с изолированной ПЛ можно ориентировочно оценить в 5%.

Таблица 2. Патогенные и условно-патогенные мутации CELSR1 у пациентов с первичной лимфедемой

Генетический вариант

Мутация

Публикация

c.5871G>A

p.Trp1957*

[27]

c.5121dupC

p.Ile1708fs*44

[28]

c.5526+2T>A

[1]

c.6739+1G>A

[1]

c.868G>T

p.Glu290*

[1]

c.2042del

p.Asn681Metfs*16

[1]

c.5702-1G>C

[1]

c.8446C>T

p.Gln2816*

[29]

c.8871_8872del

p.Cys2957*

[29]

c.4326_4332del

p.Thr1443Glyfs*14

[30]

Первым исследованием, подтвердившим ассоциацию CELSR1 с развитием лимфедемы, стала работа M. Gonzalez-Garay и соавт. [27]. При помощи полноэкзомного секвенирования у пробанда с семейной ПЛ была выявлена нонсенс-мутация CELSR1 (c.5871G>A, p.Trp1957*). По словам пациента, впервые отеки нижних конечностей появились у него в 10-летнем возрасте, однако диагноз был поставлен только в 39 лет. Для оценки функционирования лимфатической системы ног была проведена флуоресцентная лимфатическая визуализация в ближнем инфракрасном диапазоне, при которой наблюдался характерный лимфатический фенотип, проявляющийся в извилистости сосудов, обширном обратном токе лимфы, а также в уникальном «листовом потоке» в обеих ногах, который указывает на дефект работы клапанного механизма при движении лимфы в коллекторах. Исследователи провели генотипирование и других членов трех поколений семьи. Инактивирующий вариант CELSR1 был идентифицирован у 5 членов семьи с подтвержденной лимфедемой нижних конечностей и отсутствовал у 6 здоровых. После построения родословной характер наследования заболевания был определен как аутосомно-доминантный [27].

Вторым крупным исследованием семейной лимфедемы, ассоциированной с CELSR1, стал анализ 22 членов семьи, проведенный R. Erickson и соавт. в 2019 г. Лимфедема была диагностирована у 5 человек — все женщины, с поражениями нижних конечностей разной степени и манифестацией заболевания в детском и раннем подростковом возрасте. В ходе полноэкзомного секвенирования двух женщин с лимфатическими нарушениями и их отца, у которого не наблюдалось симптомов заболевания, была обнаружена инактивирующая мутация CELSR1 (c.5121dupC, p.Ile1708fs*44). Всем троим была проведена лимфосцинтиграфия нижних конечностей, показавшая у одной из женщин выраженные лимфатические нарушения, включающие множественное расширение сосудов, увеличенное количество мелких лимфатических узлов со слабым фокусом активности, что может свидетельствовать об аномалии лимфатического протока, вызванной нарушением работы клапана. У второй женщины была более легкая форма, характеризовавшаяся наличием множественных извилистых каналов и мелких плохо визуализируемых узлов в паховой и подвздошной областях. Их отец имел небольшие отклонения в строении лимфатической системы, не приводящие к развитию заболевания. Для подтверждения мутации образцы 17 из 22 членов семьи были исследованы при помощи секвенирования по Сэнгеру, которое показало, что носителями данного варианта являются 5 женщин и 4 мужчин, но клинические проявления были обнаружены только у женщин. Авторы предположили, что одним из вероятных объяснений манифестации, ограниченной полом, являются особенности гормональной регуляции в эмбриональный, ранний постнатальный и пубертатный периоды [28].

Поиск новых полиморфизмов CELSR1, ассоциированных с развитием лимфедемы, также провели P. Maltese и соавт. (2019), которые при анализе 95 пробандов обнаружили 5 человек с инактивирующими мутациями CELSR1 (c.5226+2T>A; c.6739+1G>A; c.868G>T, p.Glu290*; c.2042del p.Asn681Metfs*16; c.5702-1G>C); еще 7 редких миссенс-вариантов были классифицированы как «варианты неопределенной значимости» (variants of uncertain significance, VUS). У 4 женщин с инактивирующими мутациями заболевание проявилось в детском и подростковом возрасте и выражалось в одностороннем и двустороннем отеке и поражением нижних конечностей. У мужчины с мутацией c.5702-1G>C заболевание проявилось в 77 лет, обследование родственников не проводилось, однако имелись данные о том, что его мать и дочь страдали лимфедемой. При помощи экзомного секвенирования инактивирующие варианты CELSR1 были найдены еще у 5 из 10 членов семей пробандов, итого выявлено 10 носителей инактивирующих мутантных вариантов. Лимфедема проявилась у 5 (83%) из 6 женщин с мутациями и у 1 (25%) из 4 мужчин. На основании полученных результатов авторы исследования также сделали вывод о том, что у этого заболевания имеются определенные закономерности проявления, связанные с полом: женщины характеризуются практически полной пенетрантностью и более ранним проявлением лимфедемы, тогда как мужчины — неполной пенетрантность с более поздней манифестацией заболевания [1].

Еще один случай семейной лимфедемы, ассоциированный с CELSR1, наблюдали в Корее. У 27 пациентов с ПЛ из 60 исследуемых CELSR1 оказался наиболее часто мутирующим геном. Стоит отметить, что доля пациентов с врожденной лимфедемой в исследуемой когорте составила менее 10%, что может влиять на спектр подтипов ПЛ и выявляемых мутаций. Гетерозиготная нонсенс-мутация c.8446C>T (p.Gln2816*) была обнаружена у матери и дочери с лимфедемой верхних и нижних конечностей и классифицирована как «вероятно патогенная». У дочери была выявлена дополнительная мутация c.8871_8872del (p.Cys2957*), которая может обусловливать более тяжелое течение заболевания [29].

В работе C. Sudduth и соавт. (2022) был исследован случай несиндромальной лимфедемы у молодого мужчины: в 9-месячном возрасте появился отек правой руки (что было подтверждено лимфосцинтиграфией), а в 19 лет развился отек правой ноги. Полноэкзомное секвенирование образцов пациента и его матери, имевшей лимфедему нижних конечностей, выявило делецию в гене CELSR1 (c.4326_4332del; p.Thr1443Gfs*14), приводящую к сдвигу рамки считывания и образованию стоп-кодона [30].

Только в 10% случаев ПЛ отек начинался с верхних конечностей, причем в 1/2 таких случаев он впоследствии проявлялся и на нижних конечностях [31]. Первичная лимфедема верхних конечностей часто обнаруживается при синдромальных состояниях или при поражениях генов, вызывающих генерализованную лимфатическую дисплазию. Синдром Фелан—МакДермид — одно из заболеваний, сопровождающихся лимфатическими отеками. Это системное заболевание, вызванное делецией, хромосомными перестройками 22q13.3 или патогенными мутациями SHANK3, расположенного в этом локусе. SHANK3 — компонент нейронального синапса, и его дисфункция может объяснить типичную клиническую картину синдрома, включая отсутствие или сильную задержку речевого развития, умственную отсталость [32]. В то же время заболевания почек и лимфедема, по-видимому, ассоциированы с другими нарушениями в генах, расположенных в локусе 22q13.3, например, отсутствием CELSR1 и/или, ATXN10, FBLN1, UPK3A, WNT7B [33, 34]. Было высказано предположение, что лимфедема верхних и нижних конечностей при синдроме Фелан—МакДермид может быть результатом инактивации CELSR1 [33], а небольшое нарушение в структуре самого CELSR1 может приводить к развитию несиндромальной лимфедемы [30], но это предположение пока не нашло убедительного эспериментального подтвеждения.

CELSR1 и другие заболевания

Нарушение продукции нормального CELSR1 приводит к дефектам эмбрионального развития и постэмбрионального функционирования различных органов и систем. Наиболее тяжелые последствия описаны для ЦНС, поскольку клеточная полярность играет решающую роль в нейруляции на стадии раннего эмбриогенеза. Простые и составные гетерозиготные мутации CELSR1, дигенные и полигенные мутации в генах PCP ассоциированы с дефектами нервной трубки у человека и животных: анэнцефалией, спинальной дизрафией, краниорахишизисом, гидроцефалией [35—38]. Этиопатогенез анэнцефалии, наряду со средовыми и другими генетическими факторами, включает несколько соматических мутаций в генах CELSR1, VANGL1, VANGL2 и FZD6, которые нарушают передачу сигнала или дестабилизируют комплекс PCP [39, 40].

С началом нейрогенеза апикальные нейрональные клетки-предшественники переходят от симметричного (пролиферативного) к асимметричному (дифференцирующему) способу деления, который прямо или косвенно — через базальные промежуточные предшественники — приводит к образованию нейронов. За счет серии симметричных делений базальные предшественники обеспечивают увеличение конечного пула нейронов [41]. Нарушение баланса между пролиферацией и дифференцировкой апикальных нейрональных предшественников приводит к выраженным морфологическим и поведенческим дефектам. В ходе эмбрионального развития CELSR1 участвует в контроле нейрогенеза, имеющего критическое значение для регулирования количества, разнообразия и положения нейронов, а также для нормализации размера и архитектуры коры головного мозга. Ошибки нейрогенеза у мышей с мутациями Celsr1 приводят к уменьшению количества кортикальных нейронов, аномальной архитектуре головного мозга (более толстой вентрикулярной/субвентрикулярной зонам и более тонким верхним слоям неокортекса), микроцефалии и поведенческим нарушениям: гиперактивности, аномальному исследовательскому поведению или, напротив, социальной изоляции. Комбинация данных фенотипов по большей части характеризует заболевания нервной системы человека, при которых нередко встречаются расстройства аутистического спектра (РАС) и синдром дефицита внимания и гиперактивности (СДВГ). Это подтверждает и транскриптомный анализ: 10% неправильно регулируемых генов у мутантных по CELSR1 особей связаны с РАС, а 2,5% — с СДВГ [42, 43].

CELSR1 связан не только с ошибками нейрогенеза, но и с патогенезом нейродегенеративных заболеваний. Показано, что при болезни Паркинсона может нарушаться баланс сигнальных путей WNT: активация пути WNT/PCP и подавление передачи сигнала WNT/β-катенин, что приводит к нарушению гомеостаза дофаминэргических нейронов [44, 45]. Гиперэкспрессия CELSR1 обнаружена у пациентов с первичной открытоугольной глаукомой, что также может свидетельствовать о вкладе PCP в патогенез этого заболевания [46, 47]. Предполагалось, что CELSR1 может участвовать и в развитии шизофрении, но экспериментальные исследования пока не подтвердили эту гипотезу [48].

PCP необходимы для нормальной организации эпителия при формировании трубчатых структур выделительной и репродуктивной системы. В нескольких исследованиях было показано, что CELSR1 и VANGL2 участвуют в морфогенезе мочеточников [49—51]. В почках мутантных мышей с гомозиготными и гетерозиготными мутациями Celsr1 (crash) и Vangl2 (loop-tail) наблюдалось дефектное ветвление, гетерозиготные мутации Celsr1 и Vangl2 также приводили к образованию незрелых клубочков. Было обнаружено, что на поздних стадиях эмбриогенеза CELSR1 необходим для контроля диаметра канальцев, предотвращения их разрастания за счет ориентации митоза вдоль продольной оси почечных канальцев [52]. Показано, что развитие аутосомно-доминантного поликистоза почек может быть связано с нарушением системы планарной клеточной полярности: в 6 из 10 образцов почечных кист были обнаружены патогенные мутации в гене CELSR1 [53]. Также была выявлена ассоциация полиморфизма rs9846911 CELSR1 с хронической болезнью почек, осложненной гипертонией [54].

Инактивация CELSR1 может быть причиной нарушений развития и функционирования органов репродуктивной системы. В работе D. Shi и соавт. (2014) были исследованы 43 гомозиготные самки мыши с делецией в 26—29 экзонах Celsr1, все они были бесплодны. Авторы изучили структуру репродуктивных органов и на основании обнаруженных изменений заключили, что Celsr1 необходим для направленного движения ресничек, формирования правильной формы и расположения эпителиальных клеток, что способствует нормальному морфогенезу эпителиальной ткани [55].

Мутации и другие нарушения CELSR1 связаны с развитием онкологических заболеваний человека и могут влиять на эффективность противоопухолевой терапии и агрессивные свойства опухоли [56—58]. CELSR1 входит в число наиболее часто мутирующих генов в образцах аденокарциномы толстой кишки [59] и плоскоклеточного рака ротовой полости [60]. мРНК CELSR1 гиперэкспрессирована при глиоме и способствует пролиферации, миграции и инвазии клеток глиомы [61]. Гиперэкспрессия CELSR1 обнаружена и при другой опухоли ЦНС, эпендимоме [62]. При раке молочной железы CELSR1 может быть использован как маркер люминальных подтипов опухоли [63] и для прогнозирования инвазии протоковой карциномы in situ [64]. Показана связь CELSR1 с регуляторными микроРНК: CELSR1 является прямой мишенью miR-199a-5p в клетках глиомы [61]; miR-629-5p ингибирует CELSR1 в клетках аденокарциномы легких, способствуя повышению проницаемости эндотелиальных клеток и метастазированию [65]; при раке яичников кольцевая РНК CELSR1 (circCELSR1) связывает miR-598, что повышает экспрессию BRD4 и способствует пролиферации и миграции опухолевых клеток [66].

CELSR1 играет важную роль в развитии сердечно-сосудистой системы. J. Theis и соавт. (2022) исследовали 5 семей, имеющих наследственную аномалию, двустворчатый аортальный клапан. При помощи полногеномного секвенирования были идентифицированы потенциально патогенные миссенс-варианты в нескольких генах, в том числе в CELSR1. Также обнаружена связь мутаций CELSR1 с синдромом гипоплазии левых отделов сердца [67] и других врожденных пороков сердца [68]. Кроме того, имеются многочисленные данные об ассоциации CELSR1 с развитием ишемического инсульта [69—72].

Исследование роли CELSR1 в патологических и физиологических процессах не ограничивается приведенными исследованиями. Показана связь CELSR1 с хронической обструктивной болезнью легких [73], ревматоидным артритом [74] и семейным косоглазием [75], но биологические механизмы этих процессов пока не ясны. Также продолжаются исследования роли CELSR1 в развитии лимфедемы и поиск новых маркеров лимфатических нарушений. Совершенствование технологий генетического тестирования позволило проводить диагностику изменений сразу в нескольких генах, ассоциированных и потенциально ассоциированных с развитием лимфедемы. Результатом анализа молекулярно-генетических особенностей подтипов ПЛ стала возможность информирования пациентов о том, чего они могут ожидать от своего заболевания, и о том, как лучше всего избежать осложнений и справиться с ними [4, 76, 77]. В то же время использование технологий секвенирования нового поколения в биомедицинских исследованиях и для диагностики заболеваний привело к обнаружению множества вариантов неопределенной значимости, что затрудняет интерпретацию результатов.

В случае с CELSR1 анализ функциональной и клинической значимости генетических вариаций осложняется также тем, что механизмы активации и регуляции самого рецептора остаются малопонятными, а частота выявляемых мутаций очень низкой [9]. Несмотря на то что CELSR1 является перспективным маркером ПЛ, в настоящее время генетическое тестирование на мутации CELSR1 у больных лимфедемой в формате исследования одного гена не имеет явного практического значения. В то же время при анализе данных полноэкзомного и полногеномного секвенирования мутации CELSR1 следует рассматривать как возможную причину первичной лимфедемы, особенно для пациентов, у которых клинико-фенотипическая картина не соответствует более распространенным подтипам заболевания, таким как лимфедема Милроя [4].

Работа выполнена за счет средств субсидии, выделенной Казанскому федеральному университету для выполнения государственного задания в сфере научной деятельности. ПРОЕКТ №FZSM-2023-0011.

Участие авторов:

Концепция и структура работы — Ю.В. Филина, А.А. Ризванов, Р.Р. Мифтахова

Сбор и обработка материала — Ю.В. Филина, А.К. Фейсханов, А.Р. Ибрагимова

Написание текста — Ю.В. Филина, А.Р. Ибрагимова

Редактирование — Р.Р. Мифтахова, А.А. Ризванов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Литература / References:

  1. Maltese PE, Michelini S, Ricci M, et al. Increasing evidence of hereditary lymphedema caused by CELSR1 loss-of-function variants. Am J Med Genet A. Sep 2019;179(9):1718-1724. https://doi.org/10.1002/ajmg.a.61269
  2. Rockson SG, Rivera KK. Estimating the population burden of lymphedema. Ann N Y Acad Sci. 2008;1131:147-154.  https://doi.org/10.1196/annals.1413.014
  3. Greene AK. Epidemiology and Morbidity of Lymphedema. In: Greene AK, Slavin SA, Brorson H, eds. Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. Springer International Publishing; 2015;33-44. 
  4. Brouillard P, Boon L, Vikkula M. Genetics of lymphatic anomalies. J Clin Invest. 2014;124(3):898-904.  https://doi.org/10.1172/jci71614
  5. Mendola A, Schlögel MJ, Ghalamkarpour A, Irrthum A, Nguyen HL, Fastré E, Bygum A, van der Vleuten C, Fagerberg C, Baselga E, Quere I, Mulliken JB, Boon LM, Brouillard P, Vikkula M; Lymphedema Research Group. Mutations in the VEGFR3 signaling pathway explain 36% of familial lymphedema. Mol Syndromol. 2013;4(6):257-266.  https://doi.org/10.1159/000354097
  6. Iljin K, Karkkainen MJ, Lawrence EC, Kimak MA, Uutela M, Taipale J, Pajusola K, Alhonen L, Halmekytö M, Finegold DN, Ferrell RE, Alitalo K. VEGFR3 gene structure, regulatory region, and sequence polymorphisms. The FASEB Journal. 2001;15(6):1028-1034. https://doi.org/10.1096/fsb2fj000383com
  7. Brice G, Child AH, Evans A, Bell R, Mansour S, Burnand K, Sarfarazi M, Jeffery S, Mortimer P. Milroy disease and the <em>VEGFR-3</em> mutation phenotype. Journal of Medical Genetics. 2005;42(2):98-102.  https://doi.org/10.1136/jmg.2004.024802
  8. Dai T, Li B, He B, Yan L, Gu L, Liu X, Qi J, Li P, Zhou X. A novel mutation in the conserved sequence of vascular endothelial growth factor receptor 3 leads to primary lymphoedema. J Int Med Res. 2018;46(8):3162-3171. https://doi.org/10.1177/0300060518773264
  9. Bonetti G, Paolacci S, Samaja M, Maltese PE, Michelini S, Michelini S, Michelini S, Ricci M, Cestari M, Dautaj A, Medori MC, Bertelli M. Low Efficacy of Genetic Tests for the Diagnosis of Primary Lymphedema Prompts Novel Insights into the Underlying Molecular Pathways. Int J Mol Sci. 2022;23(13) https://doi.org/10.3390/ijms23137414
  10. Simons M, Mlodzik M. Planar cell polarity signaling: from fly development to human disease. Annu Rev Genet. 2008;42:517-540.  https://doi.org/10.1146/annurev.genet.42.110807.091432
  11. Hamann J, Aust G, Araç D, Engel FB, Formstone C, Fredriksson R, Hall RA, Harty BL, Kirchhoff C, Knapp B, Krishnan A, Liebscher I, Lin HH, Martinelli DC, Monk KR, Peeters MC, Piao X, Prömel S, Schöneberg T, Schwartz TW, Singer K, Stacey M, Ushkaryov YA, Vallon M, Wolfrum U, Wright MW, Xu L, Langenhan T, Schiöth HB. International Union of Basic and Clinical Pharmacology. XCIV. Adhesion G protein-coupled receptors. Pharmacol Rev. 2015;67(2):338-367.  https://doi.org/10.1124/pr.114.009647
  12. Formstone CJ. 7TM-Cadherins: developmental roles and future challenges. Adv Exp Med Biol. 2010;706:14-36.  https://doi.org/10.1007/978-1-4419-7913-1_2
  13. Chen WS, Antic D, Matis M, Logan CY, Povelones M, Anderson GA, Nusse R, Axelrod JD. Asymmetric homotypic interactions of the atypical cadherin flamingo mediate intercellular polarity signaling. Cell. 2008;133(6): 1093-1105. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.04.048
  14. Joshi B, Gaur H, Hui SP, Patra C. Celsr family genes are dynamically expressed in embryonic and juvenile zebrafish. Dev Neurobiol. 2022;82(2): 192-213.  https://doi.org/10.1002/dneu.22868
  15. UniProt C. UniProt: the Universal Protein Knowledgebase in 2023. Nucleic Acids Res. 2023;51(D1):D523-D531. https://doi.org/10.1093/nar/gkac1052
  16. Curtin JA, Quint E, Tsipouri V, Arkell RM, Cattanach B, Copp AJ, Henderson DJ, Spurr N, Stanier P, Fisher EM, Nolan PM, Steel KP, Brown SD, Gray IC, Murdoch JN. Mutation of Celsr1 disrupts planar polarity of inner ear hair cells and causes severe neural tube defects in the mouse. Curr Biol. 2003;13(13):1129-1133. https://doi.org/10.1016/s0960-9822(03)00374-9
  17. Devenport D, Fuchs E. Planar polarization in embryonic epidermis orchestrates global asymmetric morphogenesis of hair follicles. Nat Cell Biol. 2008;10(11):1257-1268. https://doi.org/10.1038/ncb1784
  18. Ravni A, Qu Y, Goffinet AM, Tissir F. Planar cell polarity cadherin Celsr1 regulates skin hair patterning in the mouse. J Invest Dermatol. 2009;129(10):2507-9.  https://doi.org/10.1038/jid.2009.84
  19. Formstone CJ, Moxon C, Murdoch J, Little P, Mason I. Basal enrichment within neuroepithelia suggests novel function(s) for Celsr1 protein. Mol Cell Neurosci. 2010;44(3):210-222.  https://doi.org/10.1016/j.mcn.2010.03.008
  20. Tatin F, Taddei A, Weston A, Fuchs E, Devenport D, Tissir F, Makinen T. Planar cell polarity protein Celsr1 regulates endothelial adherens junctions and directed cell rearrangements during valve morphogenesis. Dev Cell. 2013;26(1):31-44.  https://doi.org/10.1016/j.devcel.2013.05.015
  21. Ghimire SR, Ratzan EM, Deans MR. A non-autonomous function of the core PCP protein VANGL2 directs peripheral axon turning in the developing cochlea. Development. 2018;145(12). https://doi.org/10.1242/dev.159012
  22. Simon F, Tissir F, Michel V, Lahlou G, Deans M, Beraneck M. Implication of Vestibular Hair Cell Loss of Planar Polarity for the Canal and Otolith-Dependent Vestibulo-Ocular Reflexes in Celsr1(–/–) Mice. Front Neurosci. 2021;15:750596. https://doi.org/10.3389/fnins.2021.750596
  23. Stahley SN, Basta LP, Sharan R, Devenport D. Celsr1 adhesive interactions mediate the asymmetric organization of planar polarity complexes. Elife. 2021;10.  https://doi.org/10.7554/eLife.62097
  24. Usami FM, Arata M, Shi D, Oka S, Higuchi Y, Tissir F, Takeichi M, Fujimori T. Intercellular and intracellular cilia orientation is coordinated by CELSR1 and CAMSAP3 in oviduct multi-ciliated cells. J Cell Sci. 2021;134(4):jcs257006. https://doi.org/10.1242/jcs.257006
  25. Krishnan A, Samtani R, Dhanantwari P, Lee E, Yamada S, Shiota K, Donofrio MT, Leatherbury L, Lo CW. A detailed comparison of mouse and human cardiac development. Pediatr Res. 2014;76(6):500-507.  https://doi.org/10.1038/pr.2014.128
  26. Alitalo K. The lymphatic vasculature in disease. Nat Med. 2011;17(11): 1371-1380. https://doi.org/10.1038/nm.2545
  27. Gonzalez-Garay ML, Aldrich MB, Rasmussen JC, Guilliod R, Lapinski PE, King PD, Sevick-Muraca EM. A novel mutation in CELSR1 is associated with hereditary lymphedema. Vasc Cell. 2016;8:1.  https://doi.org/10.1186/s13221-016-0035-5
  28. Erickson RP, Lai LW, Mustacich DJ, Bernas MJ, Kuo PH, Witte MH. Sex-limited penetrance of lymphedema to females with CELSR1 haploinsufficiency: A second family. Clin Genet. 2019;96(5):478-482.  https://doi.org/10.1111/cge.13622
  29. Seo SH, Lee S, Park JK, Yang EJ, Kim B, Lee JS, Kim MJ, Park SS, Seong MW, Nam SY, Heo CY, Myung Y. Clinical staging and genetic profiling of Korean patients with primary lymphedema using targeted gene sequencing. Sci Rep. 2022;12(1):13591. https://doi.org/10.1038/s41598-022-17958-7
  30. Sudduth CL, Smits PJ, Cheng YS, Schmitz-Abe K, Agrawal P, Greene AK. Primary Upper Extremity Lymphedema Caused by a CELSR1 Variant. Journal of Vascular Anomalies. 2022;3(2):e041. https://doi.org/10.1097/jova.0000000000000041
  31. Goss JA, Maclellan RA, Greene AK. Primary Lymphedema of the Upper Extremities: Clinical and Lymphoscintigraphic Features in 23 Patients. Lymphat Res Biol. 2019;17(1):40-44.  https://doi.org/10.1089/lrb.2017.0085
  32. Palumbo P, Accadia M, Leone MP, Palladino T, Stallone R, Carella M, Palumbo O. Clinical and molecular characterization of an emerging chromosome 22q13.31 microdeletion syndrome. Am J Med Genet A. 2018;176(2): 391-398.  https://doi.org/10.1002/ajmg.a.38559
  33. Xia S, Liu Z, Yan H, Chang K, Sun Y, Wang J, Shen W. Lymphedema complicated by protein-losing enteropathy with a 22q13.3 deletion and the potential role of CELSR1: A case report. Medicine (Baltimore). 2021;100(24):e26307. https://doi.org/10.1097/MD.0000000000026307
  34. McCoy MD, Sarasua SM, DeLuca JM, Davis S, Phelan K, Rogers RC, Boccuto L. State of the Science for Kidney Disorders in Phelan-McDermid Syndrome: UPK3A, FBLN1, WNT7B, and CELSR1 as Candidate Genes. Genes (Basel). 2022;13(6):1042. https://doi.org/10.3390/genes13061042
  35. Juriloff DM, Harris MJ. A consideration of the evidence that genetic defects in planar cell polarity contribute to the etiology of human neural tube defects. Birth Defects Res A Clin Mol Teratol. 2012;94(10):824-840.  https://doi.org/10.1002/bdra.23079
  36. Robinson A, Escuin S, Doudney K, Vekemans M, Stevenson RE, Greene ND, Copp AJ, Stanier P. Mutations in the planar cell polarity genes CELSR1 and SCRIB are associated with the severe neural tube defect craniorachischisis. Hum Mutat. 2012;33(2):440-447.  https://doi.org/10.1002/humu.21662
  37. Lei Y, Zhu H, Yang W, Ross ME, Shaw GM, Finnell RH. Identification of novel CELSR1 mutations in spina bifida. PLoS One. 2014;9(3):e92207. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0092207
  38. Wang L, Xiao Y, Tian T, Jin L, Lei Y, Finnell RH, Ren A. Digenic variants of planar cell polarity genes in human neural tube defect patients. Digenic variants of planar cell polarity genes in human neural tube defect patients. Mol Genet Metab. 2018;124(1):94-100.  https://doi.org/10.1016/j.ymgme.2018.03.005
  39. Munteanu O, Cîrstoiu MM, Filipoiu FM, Neamţu MN, Stavarache I, Georgescu TA, Bratu OG, Iorgulescu G, Bohîlţea RE. The etiopathogenic and morphological spectrum of anencephaly: a comprehensive review of literature. Rom J Morphol Embryol. 2020;61(2):335-343.  https://doi.org/10.47162/RJME.61.2.03
  40. Tian T, Lei Y, Chen Y, Karki M, Jin L, Finnell RH, Wang L, Ren A. Somatic mutations in planar cell polarity genes in neural tissue from human fetuses with neural tube defects. Hum Genet. 2020;139(10):1299-1314. https://doi.org/10.1007/s00439-020-02172-0
  41. Florio M, Huttner WB. Neural progenitors, neurogenesis and the evolution of the neocortex. Development. 2014;141(11):2182-2194. https://doi.org/10.1242/dev.090571
  42. Rommelse NN, Franke B, Geurts HM, Hartman CA, Buitelaar JK. Shared heritability of attention-deficit/hyperactivity disorder and autism spectrum disorder. Eur Child Adolesc Psychiatry. 2010;19(3):281-295.  https://doi.org/10.1007/s00787-010-0092-x
  43. Wegiel J, Kuchna I, Nowicki K, Imaki H, Wegiel J, Marchi E, Ma SY, Chauhan A, Chauhan V, Bobrowicz TW, de Leon M, Louis LA, Cohen IL, London E, Brown WT, Wisniewski T. The neuropathology of autism: defects of neurogenesis and neuronal migration, and dysplastic changes. Acta Neuropathol. 2010;119(6):755-770.  https://doi.org/10.1007/s00401-010-0655-4
  44. Salasova A, Yokota C, Potesil D, Zdrahal Z, Bryja V, Arenas E. A proteomic analysis of LRRK2 binding partners reveals interactions with multiple signaling components of the WNT/PCP pathway. Mol Neurodegener. 2017;12(1):54.  https://doi.org/10.1186/s13024-017-0193-9
  45. Yemni EA, Monies D, Alkhairallah T, et al. Integrated Analysis of Whole Exome Sequencing and Copy Number Evaluation in Parkinson’s Disease. Sci Rep. 2019;9(1):3344. https://doi.org/10.1038/s41598-019-40102-x
  46. Tham YC, Li X, Wong TY, Quigley HA, Aung T, Cheng CY. Global prevalence of glaucoma and projections of glaucoma burden through 2040: a systematic review and meta-analysis. Ophthalmology. 2014;121(11):2081-2090. https://doi.org/10.1016/j.ophtha.2014.05.013
  47. Zhao M, Ma P, Xie Q, Bui AD, Yonamine S, Hinterwirth A, Zhong L, Chen C, Doan T, Han Y. Biomarkers for primary open-angle glaucoma progression. Exp Eye Res. 2022;219:109025. https://doi.org/10.1016/j.exer.2022.109025
  48. Gross J, Grimm O, Ortega G, Teuber I, Lesch KP, Meyer J. Mutational analysis of the neuronal cadherin gene CELSR1 and exclusion as a candidate for catatonic schizophrenia in a large family. Psychiatr Genet. 2001;11(4): 197-200.  https://doi.org/10.1097/00041444-200112000-00003
  49. Kuure S, Cebrian C, Machingo Q, Lu BC, Chi X, Hyink D, D’Agati V, Gurniak C, Witke W, Costantini F. Actin depolymerizing factors cofilin1 and destrin are required for ureteric bud branching morphogenesis. PLoS Genet. 2010;6(10):e1001176. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1001176
  50. Packard A, Georgas K, Michos O, Riccio P, Cebrian C, Combes AN, Ju A, Ferrer-Vaquer A, Hadjantonakis AK, Zong H, Little MH, Costantini F. Luminal mitosis drives epithelial cell dispersal within the branching ureteric bud. Dev Cell. 2013;27(3):319-330.  https://doi.org/10.1016/j.devcel.2013.09.001
  51. Brzóska HŁ, d’Esposito AM, Kolatsi-Joannou M, Patel V, Igarashi P, Lei Y, Finnell RH, Lythgoe MF, Woolf AS, Papakrivopoulou E, Long DA. Planar cell polarity genes Celsr1 and Vangl2 are necessary for kidney growth, differentiation, and rostrocaudal patterning. Kidney Int. 2016;90(6):1274-1284. https://doi.org/10.1016/j.kint.2016.07.011
  52. Schnell U, Carroll TJ. Planar cell polarity of the kidney. Exp Cell Res. 2016; 343(2):258-266.  https://doi.org/10.1016/j.yexcr.2014.11.003
  53. Skalická K, Hrčková G, Vaská A, Baranyaiová A, Janega P, Žilinská Z, Daniš D, Kovács L. Pilot Study of the Occurrence of Somatic Mutations in Ciliary Signalling Pathways as a Contribution Factor to Autosomal Dominant Polycystic Kidney Development. Folia Biol (Praha). 2017;63(5-6):174-181. 
  54. Ueyama C, Horibe H, Fujimaki T, Oguri M, Kato K, Yamada Y. Association of genetic variants of CELSR1 and 3q28 with hypertension in community-dwelling individuals. Biomed Rep. 2013;1(6):840-844.  https://doi.org/10.3892/br.2013.168
  55. Shi D, Komatsu K, Hirao M, Toyooka Y, Koyama H, Tissir F, Goffinet AM, Uemura T, Fujimori T. Celsr1 is required for the generation of polarity at multiple levels of the mouse oviduct. Development. 2014;141(23):4558-4568. https://doi.org/10.1242/dev.115659
  56. Zhang S, Cheng J, Quan C, Wen H, Feng Z, Hu Q, Zhu J, Huang Y, Wu X. circCELSR1 (hsa_circ_0063809) Contributes to Paclitaxel Resistance of Ovarian Cancer Cells by Regulating FOXR2 Expression via miR-1252. Mol Ther Nucleic Acids. 2020;19:718-730.  https://doi.org/10.1016/j.omtn.2019.12.005
  57. Wei S, Qi L, Wang L. Overexpression of circ_CELSR1 facilitates paclitaxel resistance of ovarian cancer by regulating miR-149-5p/SIK2 axis. Anticancer Drugs. 2021;32(5):496-507.  https://doi.org/10.1097/CAD.0000000000001058
  58. Ghafouri-Fard S, Khoshbakht T, Hussen BM, Taheri M, Samsami M. Emerging role of circular RNAs in the pathogenesis of ovarian cancer. Cancer Cell Int. 2022;22(1):172.  https://doi.org/10.1186/s12935-022-02602-1
  59. Wang C, Xue W, Zhang H, Fu Y. Identification of candidate genes encoding tumor-specific neoantigens in early- and late-stage colon adenocarcinoma. Aging (Albany NY). 2021;13(3):4024-4044. https://doi.org/10.18632/aging.202370
  60. Xie F, Gleue CA, Deschaine M, Dasari S, Lau JS, Sartori-Valinotti JC, Meves A, Lehman JS. Whole-exome sequencing of transforming oral lichen planus reveals mutations in DNA damage repair and apoptosis pathway genes. J Oral Pathol Med. 2022;51(4):395-404.  https://doi.org/10.1111/jop.13284
  61. Wang G, Li Y, Zhang D, Zhao S, Zhang Q, Luo C, Sun X, Zhang B. CELSR1 Acts as an Oncogene Regulated by miR-199a-5p in Glioma. Cancer Manag Res. 2020;12:8857-8865. https://doi.org/10.2147/CMAR.S258835
  62. Wang J, Sun C, Liu M, Zang D, Wang C, Liu Q, Liu Y, Chen Q. The potentially therapeutic targets of pediatric anaplastic ependymoma by transcriptome profiling. Neoplasma. 2021;68(1):53-61.  https://doi.org/10.4149/neo_2020_200529N581
  63. Terkelsen T, Pernemalm M, Gromov P, Børresen-Dale AL, Krogh A, Haakensen VD, Lethiö J, Papaleo E, Gromova I. High-throughput proteomics of breast cancer interstitial fluid: identification of tumor subtype-specific serologically relevant biomarkers. Mol Oncol. 2021;15(2):429-461.  https://doi.org/10.1002/1878-0261.12850
  64. Geradts J, Groth J, Wu Y, Jin G. Validation of an oligo-gene signature for the prognostic stratification of ductal carcinoma in situ (DCIS). Breast Cancer Res Treat. 2016;157(3):447-459.  https://doi.org/10.1007/s10549-016-3838-4
  65. Li Y, Zhang H, Fan L, Mou J, Yin Y, Peng C, Chen Y, Lu H, Zhao L, Tao Z, Chen J, Wang Y, Qi X, Huang R, Ren J. MiR-629-5p promotes the invasion of lung adenocarcinoma via increasing both tumor cell invasion and endothelial cell permeability. Oncogene. 2020;39(17):3473-3488. https://doi.org/10.1038/s41388-020-1228-1
  66. Zeng XY, Yuan J, Wang C, Zeng D, Yong JH, Jiang XY, Lan H, Xiao SS. circCELSR1 facilitates ovarian cancer proliferation and metastasis by sponging miR-598 to activate BRD4 signals. Mol Med. 2020;26(1):70.  https://doi.org/10.1186/s10020-020-00194-y
  67. Theis JL, Niaz T, Sundsbak RS, Fogarty ZC, Bamlet WR, Hagler DJ, Olson TM. CELSR1 Risk Alleles in Familial Bicuspid Aortic Valve and Hypoplastic Left Heart Syndrome. Circ Genom Precis Med. 2022;15(2):e003523. https://doi.org/10.1161/CIRCGEN.121.003523
  68. Qiao X, Liu Y, Li P, Chen Z, Li H, Yang X, Finnell RH, Yang Z, Zhang T, Qiao B, Zheng Y, Wang H. Genetic analysis of rare coding mutations of CELSR1-3 in congenital heart and neural tube defects in Chinese people. Clin Sci (Lond). 2016;130(24):2329-2340. https://doi.org/10.1042/CS20160686
  69. Yamada Y, Fuku N, Tanaka M, Aoyagi Y, Sawabe M, Metoki N, Yoshida H, Satoh K, Kato K, Watanabe S, Nozawa Y, Hasegawa A, Kojima T. Identification of CELSR1 as a susceptibility gene for ischemic stroke in Japanese individuals by a genome-wide association study. Atherosclerosis. 2009;207(1): 144-149.  https://doi.org/10.1016/j.atherosclerosis.2009.03.038
  70. Gouveia LO, Sobral J, Vicente AM, Ferro JM, Oliveira SA. Replication of the CELSR1 association with ischemic stroke in a Portuguese case-control cohort. Atherosclerosis. 2011;217(1):260-262.  https://doi.org/10.1016/j.atherosclerosis.2011.03.022
  71. Zhan YH, Lin Y, Tong SJ, Ma QL, Lu CX, Fang L, Wei W, Cai B, Wang N. The CELSR1 polymorphisms rs6007897 and rs4044210 are associated with ischaemic stroke in Chinese Han population. Ann Hum Biol. 2015;42(1):26-30.  https://doi.org/10.3109/03014460.2014.944214
  72. Wang LH, Zhang GL, Liu XY, Peng A, Ren HY, Huang SH, Liu T, Wang XJ. CELSR1 Promotes Neuroprotection in Cerebral Ischemic Injury Mainly Through the Wnt/PKC Signaling Pathway. Int J Mol Sci. 2020;21(4):1267. https://doi.org/10.3390/ijms21041267
  73. Hardin M, Cho MH, Sharma S, Glass K, Castaldi PJ, McDonald ML, Aschard H, Senter-Sylvia J, Tantisira K, Weiss ST, Hersh CP, Morrow JD, Lomas D, Agusti A, Bakke P, Gulsvik A, O’Connor GT, Dupuis J, Hokanson J, Crapo JD, Beaty TH, Laird N, Silverman EK, DeMeo DL; COPDGene and Evaluation of COPD Longitudinally to Identify Predictive Surrogate End-Points Investigators. Sex-Based Genetic Association Study Identifies CELSR1 as a Possible Chronic Obstructive Pulmonary Disease Risk Locus among Women. Am J Respir Cell Mol Biol. 2017;56(3):332-341.  https://doi.org/10.1165/rcmb.2016-0172OC
  74. Tseng CC, Lin YZ, Lin CH, Li RN, Yen CY, Chan HC, Tsai WC, Ou TT, Wu CC, Sung WY, Yen JH. Next-Generation Sequencing Profiles of the Methylome and Transcriptome in Peripheral Blood Mononuclear Cells of Rheumatoid Arthritis. J Clin Med. 2019;8(9):1284. https://doi.org/10.3390/jcm8091284
  75. An JY, Jung JH, Choi L, Wieben ED, Mohney BG. Identification of Possible Risk Variants of Familial Strabismus Using Exome Sequencing Analysis. Genes (Basel). 2021;12(1):75.  https://doi.org/10.3390/genes12010075
  76. Klinner J, Krüger M, Brunet T, Makowski C, Riedhammer KM, Mollweide A, Wagner M, Hoefele J. Congenital lymphedema as a rare and first symptom of tuberous sclerosis complex. Gene. 2020;753:144815. https://doi.org/10.1016/j.gene.2020.144815
  77. Gordon K, Mortimer PS, van Zanten M, Jeffery S, Ostergaard P, Mansour S. The St George’s Classification Algorithm of Primary Lymphatic Anomalies. Lymphat Res Biol. 2021;19(1):25-30.  https://doi.org/10.1089/lrb.2020.0104

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.