Алексеева Л.И.

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт ревматологии им. В.А. Насоновой»

Бяловский Ю.Ю.

ФГБОУ ВО «Рязанский государственный медицинский университет» Минздрава России

Загородний Н.В.

ФГАОУ ВО «Российский университет дружбы народов»

Иванова Г.Е.

Каратеев Д.Е.

ГБУЗ МО «Московский областной научно-исследовательский клинический институт им. М.Ф. Владимирского» (МОНИКИ)

Кончугова Т.В.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр реабилитации и курортологии» Минздрава России

Ракитина И.С.

ФГБОУ ВО «Рязанский государственный медицинский университет» Минздрава России

Страхов М.А.

ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России

Патофизиологические механизмы терапевтического действия переменных электромагнитных полей в лечении костно-суставной патологии

Авторы:

Алексеева Л.И., Бяловский Ю.Ю., Загородний Н.В., Иванова Г.Е., Каратеев Д.Е., Кончугова Т.В., Ракитина И.С., Страхов М.А.

Подробнее об авторах

Прочитано: 2296 раз


Как цитировать:

Алексеева Л.И., Бяловский Ю.Ю., Загородний Н.В., и др. Патофизиологические механизмы терапевтического действия переменных электромагнитных полей в лечении костно-суставной патологии. Вопросы курортологии, физиотерапии и лечебной физической культуры. 2021;98(3):80‑90.
Alekseeva LI, Byalovsky YuYu, Zagorodniy NV, et al. Pathophysiological mechanisms of the therapeutic action of alternating electromagnetic fields in the treatment of osteoarticular pathology. Problems of Balneology, Physiotherapy and Exercise Therapy. 2021;98(3):80‑90. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/kurort20219803180

Введение

Дефекты костно-суставных тканей, вызванные травмами, остеонекрозом, остеопорозом, артритом, опухолями и другими заболеваниями, поражающими опорно-двигательный аппарат, вызывают у пациентов сильную боль, нарушения двигательных функций, депрессию и длительную нетрудоспособность [1, 2]. В связи с этим таким пациентам крайне необходима эффективная тактика лечения, способствующая восстановлению костных и суставных тканей. Переменные магнитные поля (ПеМП) в течение последних 30 лет используются в качестве эффективного метода для восстановления костно-суставных тканей вследствие их неинвазивности, безопасности, отсутствия побочных эффектов, удобства. ПеМП позволяют простимулировать механизмы восстановления тканей при некоторых рефрактерных заболеваниях костей, таких как длительное несращение костей, переломы [3—5], остеопороз [6, 7] и остеонекроз головки бедренной кости [8, 9].

Цель настоящей статьи — проанализировать патофизиологические механизмы действия ПеПМ в лечении костно-суставной патологии.

Использование ПеМП для лечения костно-суставной патологии

В 1978 г. C. Bassett впервые применил неинвазивную методику использования ПеМП для лечения отсроченного сращения или несращения переломов и добился хорошего клинического эффекта [10]. Вскоре после этого воздействие ПеМП было одобрено Управлением по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов США в качестве безопасного и эффективного метода лечения отсроченного сращения или несращения переломов [11, 12]. Электромагнитная индукция — основание для применения ПеМП [13]. Устройство содержит проволочную катушку, по которой проходит ток и в которой генерируется ПеМП. ПеМП, в свою очередь, индуцирует изменяющееся во времени вторичное электрическое поле внутри костной или суставной ткани. Вторичное электрическое поле зависит от характеристик приложенного ПеМП и свойств ткани. Магнитные поля в диапазоне 0,1—20 Гц обычно применяются для создания электрических полей от 1 до 100 мВ/см в кости [14]. Через устройство, генерирующее ПеМП, создается изменяющееся во времени электрическое поле для имитации нормальной реакции костных или хрящевых клеток на приложенное механическое напряжение [15], а последующий усиленный рост и биоэффекты ремоделирования костной ткани инициируются изменяющимся во времени электрическим полем.

Основные сигнальные пути

В последнее время был достигнут значительный прогресс в изучении лежащих в основе клеточных и субклеточных механизмов эффектов действия ПеМП при восстановлении костной и суставной ткани. При этом были выявлены несколько ключевых сигнальных путей, запускаемых действием ПеМП на молекулярном, субклеточном и клеточном уровнях (таблица).

Сигнальные пути, активирующиеся под действием ПеМП и запускающие компенсаторно-восстановительные процессы в костной и суставной ткани (по данным доказательных исследований 2011—2021 гг.)

Сигнальный путь

Signaling pathway

Роль стимуляции ПеМП

Role of AEMF stimulation

Кол-во источников Number of sources

Ca2+

Активирует

Activates

31

Wnt/β-катенин

Активирует

Activates

17

MAPK

Активирует

Activates

12

FGF

Активирует

Activates

7

VEGF

Активирует

Activates

9

TGF/BMP

Активирует

Activates

5

IGF

6

JAK-STAT

Активирует

Activates

9

cAMP/PKA

Активирует

Activates

5

Разберем роли некоторых из этих путей, в том числе кальциевый путь (Са2+), Wnt/β-катенин, митоген-активированную протеинкиназу (mitogen-activated protein kinase — MAPK), фактор роста фибробластов (FGF) и фактор роста эндотелия сосудов (VEGF), трансформирующий фактор роста (TGF)/β-костные морфогенетические белки (BMP), инсулиноподобный фактор роста (IGF), Notch и цАМФ/протеинкиназу A (cAMP/PKA), при восстановлении кости, индуцированном ПеМП.

Кальциевый сигнальный путь

Наиболее изученным механизмом реализации эффектов магнитных полей в клетке является Ca2+ [2]. Поскольку кальций попадает в клетку входящим током, существуют многочисленные механизмы поддержания низкой концентрации Ca2+ в цитозоле эукариотических клеток. Ключевыми являются ряд кальциевых АТФаз, выполняющих функции насосов (основные регуляторы уровня кальция в клетке). Весьма значимым является инообменный механизм Берлингера, который на 3 иона натрия обменивает 1 ион кальция. В мышечной ткани функции депо кальция выполняют саркопламатический ретикулум, молекулы тропонина и тропомиозина. В нервно-мышечных синапсах большое значение для регуляции обмена кальция имеют рианодиновые рецепторы.

Образование лиганд-рецепторного комплекса при участии регуляторного G-белка активирует мембранную фосфолипазу С, вызывающую гидролиз фосфолипидов мембраны с образованием двух вторичных посредников: инозитол-3-фосфата и диацилглицерола (рис. 1). Инозитол-3-фосфат ведет к выходу Ca2+ из внутриклеточных депо. Диацилглицерол повышает сродство протеинкиназы С к Ca2+, способствуя ее активации, что также увеличивает концентрацию внутриклеточного кальция [16]. Основной мишенью внутриклеточного действия кальция является рецепторный кальмодулиновый комплекс (рис. 2), который регулирует метаболизм ключевых вторичных посредников: циклических нуклеотидов, фосфодиэстеразы, аденилатциклазы, NO-синтазы; фосфорилирование протеинкиназ, дефосфорилирование фосфатаз; активный транспорт Ca2+ посредством кальциевых АТФаз плазматических мембран; функционирование цитоскелета, микротрубочек, микрофиламентов [17].

Рис. 1. Опосредование сигнала системой фосфолипаза С — инозитол-3-фосфат [16].

Рис. 2. Комплекс Ca2+-кальмодулин [17].

Результаты ряда исследований показали, что сигнал ПеМП проходит через клеточную мембрану, создавая изменяющееся во времени электрическое поле внутри цитозоля. Это электрическое поле впоследствии индуцирует высвобождение внутриклеточного Ca2+, что приводит к увеличению цитозольного кальция и росту концентрации активированного кальмодулина и повышению жизнеспособности клеток костной и суставной тканей [18, 19].

Потенциалзависимые кальцевые каналы (VGCC), особенно типа L, играют ключевую роль во внутриклеточном высвобождении кальция [20]. Воздействие ПеМП значительно повышает уровни экспрессии VGCC в пуле стволовых клеток во время остеогенеза [21, 22]. Инициируемая ПеМП передача сигналов Ca2+ заметно ускоряет остеогенную дифференцировку стволовых клеток, что представлено активированными остеогенными маркерами, такими как коллаген I и щелочная фосфатаза, и повышенным накоплением в костной ткани внеклеточного кальция [23]. Результаты исследований показали, что увеличение внутриклеточного Ca2+, обусловленное ПеМП-стимуляцией, приводит к увеличению уровня оксида азота, что, в свою очередь, увеличивает интенсивность синтеза цГМФ и последующую активацию протеинкиназы G. Посредством активации пути Ca2+/оксид азота/цГМФ/протеинкиназа G ПеМП способствуют дифференцировке и созреванию остеобластов, обусловливают их терапевтическое действие на восстановление костной и суставной тканей и значительное уменьшение боли у пациентов за счет модуляции высвобождения воспалительных цитокинов, таких как интерлейкин-1β (IL-1β) [21, 24, 25]. Более того, активированный каскад Ca2+/оксид азота/цГМФ также тесно связан с повышенной экспрессией FGF-2 и VEGF, двух ключевых регуляторов ангиогенеза [26]. Также сообщалось о перекрестных эффектах между Ca2+, ERK, ПВА и сигнализации PKG в условиях ПеМП-стимуляции [19, 27]. Все эти находки показывают заметную роль передачи сигналов Ca2+ в индуцированном ПеМП восстановлении костной и суставной тканей.

Путь передачи сигналов Wnt/β-катенин

Достаточно много исследований посвящено изучению механизмов влияния ПеМП на функции клетки через Wnt-зависимый сигнальный каскад (рис. 3, слева) [28]. Этот сигнальный каскад в качестве основного внутриклеточного механизма имеет AXIN-зависимый комплекс сигнальных белков [29], организованный белком аксином, у которого имеется несколько доменов, в том числе белок APC (мутирован в 90% всех случаев рака кишечника и молочной железы). Функция этого комплекса состоит в последовательном связывании и фосфорилировании белка β-катенин. Это приводит к протеосомной деградации β-катенина. Таким образом, когда сигнала нет, внутри клетки концентрация β-катенина равна нулю. Ситуация меняется, когда приходит Wnt-сигнал, который представляет собой довольно крупный липогликопротеин, он связывается с белком семейства Frizzeld [30, 31]. Посредством белка Dish аксинзависимый комплекс перестраивается; β-катенин больше не деградирует, накапливается, поступает в ядро и запускает транскрипцию ряда генов-мишеней (рис. 3, справа).

Рис. 3. Влияние ПеМП на функционирование сигнальной системы Wnt/β-катенин [28].

Многие данные свидетельствуют о том, что сигнальный путь Wnt/β-катенин действует как ключевой регулятор в индуцированной ПеМП остеогенной дифференцировке мезенхимальных клеток-предшественников, в формировании и восстановлении костной и хрящевой ткани. Например, по данным исследования in vitro, экспрессия генов и белков канонического пути передачи сигналов Wnt/β-катенин, включая Wnti, LRP6 и β-катенин, были значительно усилены после воздействия ПеМП как на стадии пролиферации, так и на стадии дифференцировки остеобластоподобных клеток MC3T3-E1 [32]. Кроме того, за исключением усиления экспрессии мРНК Wnti, Wnt3a, LRP5 и β-катенина в тканевых мезенхимальных стволовых клетках (ADSC), действие ПеМП может снижать экспрессию Dickkopfi (DKK1), который обычно действует как ингибитор пути передачи сигналов Wnt.

Усиленная передача сигналов Wnt/β-катенин, индуцированная ПеМП, заметно повышала экспрессию связанных с фазой пролиферации генов-мишеней Ccnd 1 и Ccne 1 и генов, связанных с фазой дифференцировки, — ALP, OCN, COL1 и Runx2, в клетках остеобластов, которые ускоряли пролиферацию, дифференцировку и минерализацию остеобластов, три основных процесса формирования кости [32]. С другой стороны, согласно исследованиям in vivo, ПеМП эффективно восстанавливали потерю костной массы и ухудшение костной микроархитектуры, что было выявлено с помощью микрокомпьютерной томографии, и повышали биомеханическую прочность, оцениваемую с помощью теста на трехточечный изгиб у крыс с подвешенными задними конечностями и овариэктомического теста через Wnt/Lrp5/β-катенин-сигнальный путь [33, 34], что указывает на то, что активация этого пути воздействием ПеМП полезна при заболеваниях костной и суставной тканей.

Путь MAPK

Сигнальный путь MAPK имеет тирозинкиназный рецептор, лигандами которых выступают многочисленные ростовые факторы (рис. 4) [17]. После этого рецептор из мономера превращается в димер с киназной функцией и начинает фосфорилировать целый каскад белков-посредников. Среди них можно выделить ключевые — малый g-белок RAS, мутированный во множестве форм рака, а также SOS. RAS активирует MAP-киназный комплекс — 3 киназы: raf, MEK и MAPK. Активированная MAP-киназа запускает ряд мишеней, которые, в свою очередь, запускают транскрипцию генов [35].

Рис. 4. Влияние ПеМП на митоген-активируемый протеинкиназный путь [17].

Обычные MAPK включают Erk1/2, JNK и p38. Путь MAPK играет решающую роль в индуцированной ПеМП остеогенной дифференцировке, а также в жизнеспособности и функции остеобластов. Например, обработка чрезвычайно низкочастотным импульсным электромагнитным полем (ELF-PEMF) может значительно увеличить общее содержание белка, митохондриальную активность и активность ALP и усилить образование минерализованного матрикса остеобластов человека с плохой начальной функцией остеобластов за счет запуска ERK1/2-сигнального пути. В случае, когда клетки обрабатывали U0126, ингибитора сигнального каскада ERK1/2, положительные эффекты воздействия ПеМП на функцию остеобластов исчезали [36]. Другие исследования также показали, что сигнальный путь MEK/ERK регулирует стимулирующие эффекты ПеМП на пролиферацию мезенхимальных стволовых клеток костного мозга (BMSC), экспрессию остеогенных генов (RUNX2, BSP, OPN), активность ALP и отложение кальция в костной ткани [20, 28, 37, 38]. Кроме того, авторы одного исследования сообщали, что путь p38-MAPK участвует в повышенном синтезе коллагена в остеобластоподобных клетках, стимулированных воздействием ELF-PEMF [39]. Недавнее исследование показало, что частота 45 Гц ПеМП способствовала остеогенной дифференцировке стволовых клеток, полученных из жировой ткани, тогда как воздействие ПеМП частотой 7,5 Гц напрямую увеличивало экспрессию остеокластогенных маркеров и регулирование дифференцировки остеокластов посредством активации ERK и p38-MAPK [40]. Это открытие показало, что ПеМП могут одновременно влиять на активность остеобластов и остеокластов при определенных электромагнитных условиях.

Пути FGF и VEGF

Ряд исследований показал, что ПеМП оказывают стимулирующее воздействие не только при остеогенезе, хондрогенезе, но и в ангиогенезе [41—44]. ПеМП могут способствовать восстановлению костей, усиливая взаимодействие между остеогенезом и ростом кровеносных сосудов. Во время этого сложного процесса FGF и VEGF — два ключевых цитокина, связанных с ангиогенезом, — могут играть критически важную регуляторную роль. Было продемонстрировано, что сигнальный путь FGF участвует в регуляции пролиферации и дифференцировки остеобластов и в ангиогенезе [45], а также сообщалось, что сигнальный путь VEGF участвует во взаимных, функциональных и регуляторных отношениях между остеобластами и эндотелиальными клетками во время остеогенеза [46—48]. В исследовании налюдалось увеличение на 150% мРНК FGF-2 и 5-кратное увеличение белков FGF-2 в эндотелиальных клетках пупочной вены человека (HUVEC), подвергнутых воздействию ПеМП. При этом авторы специально контролировали высвобождение функционального FGF-2 из стимулированных ПеМП HUVEC, при этом отмечалось усиление пролиферации эндотелиальных клеток и тубулизации — процессов, которые важны для образования сосудов [49]. KDR/Flk-1, рецептор тирозинкиназы VEGF, аутофосфорилируется в ответ на стимуляцию VEGF и способен передавать сигналы VEGF. Одно исследование показало, что стимуляция ПеМП значительно увеличивает экспрессию и уровни фосфорилирования KDR/Flk-1 и способствует пролиферации, миграции и образованию трубок HUVEC [50]. Эффект проангиогенеза через сигнальные пути FGF и VEGF предоставляет новое, ангиотрофическое объяснение терапевтического действия ПеМП в восстановлении костной и хрящевой тканей.

Путь TGF-β/BMP

TGF-β и BMP как многофункциональные факторы роста принадлежат к суперсемейству TGF-β. Взаимодействие TGF-β/BMP со специфическими для TGF-β рецепторами типа 1 и типа 2 или серин/треонинкиназных рецепторов BMP инициирует сигнальный каскад через канонические (или Smad-зависимые пути) и неканонические пути (или независимые от Smad сигнальные пути) (рис. 5) [17].

Рис. 5. Участие пути TGF-β/BMP в реализации эффектов ПеМП [17].

Путь передачи сигналов TGF-β/BMP играет важную регулирующую роль в восстановлении костной и суставной тканей [51—56], подтверждено, что он участвует в индуцированном ПеМП остео- и хондрогенезе. Рядом исследований было продемонстрировано, что стимуляция ПеМП может значительно увеличить экспрессию TGF-β как в остеобластоподобных клетках, так и в клетках из атрофических или гипертрофических несоюзных групп [57—60]. Более того, недавние исследования показали, что ПеМП активируют передачу сигналов TGF-β через Smad2 в дифференцированных и минерализующихся остеобластах и увеличивают экспрессию генов-маркеров дифференцировки остеобластов, таких как ALP и коллаген I типа, а также усиливают их функцию восстановления костной и суставной тканей [61]. Более того, другое недавнее исследование показало, что ПеМП стимулируют остеогенную дифференцировку и созревание остеобластов с помощью первичной опосредованной экспрессией BMPRII, одного из рецепторов BMP, и последующей активацией передачи сигналов BMP-Smad1/5/8 [62, 63]. Результаты ряда недавних исследований показали, что комбинированная стимуляция BMP и ПеМП может увеличивать образование костной и суставной тканей в большей степени, чем лечение любым из стимулов [64—67].

Другие пути

Важным типом сигнальных рецепторов, которые активно изучаются в связи с действием электромагнитных полей, являются цитокиновые рецепторы. Цитокиновые рецепторы также представляют собой димерные молекулы, но в отличие от тирозинкиназ эти рецепторы лишены киназной активности. Киназная активность обеспечивается киназами JAK. Димеризация рецептора вызывает посадку JAK-киназ, которая, в свою очередь, активирует другой ключевой передатчик сигнала — STAT [68]. Фосфорилированный STAT переносится в ядро и опять запускает транскрипцию (рис. 6) [17].

Рис. 6. Цитокиновый сигнальный путь [17].

Путь передачи сигналов IGF также является важным сигнальным путем, участвующим в дифференцировке остеобластов и формировании костей [68, 69]. Отмечается, что ПеМП значительно увеличивают уровень экспрессии мРНК IGF-1 и способствуют образованию костной ткани в бедренных тканях крыс in vitro [70]. Кроме того, IGF-1 в сочетании с ПеМП усиливали анаболическую активность эксплантата хряща, увеличивали синтез простагландинов, ограничивали катаболический эффект IL-1β и демонстрировали синергетический хондропротективный эффект на суставной хрящ человека [71]. Другое исследование показало, что дексаметазон в сочетании с ПеМП усиливает экспрессию мРНК IGF-1 и улучшает вызванную дексаметазоном потерю костной массы и остеопороз [72].

Сравнительно недавно проведенное исследование выявило, что уровни экспрессии рецептора Notch (Notch4) и его лиганда DLL4, а также ядерных генов-мишеней (Hey1, Hes1 и Hes5) усиливаются во время индуцированной ПеМП остогенной дифференцировки hMSC. Более того, ингибиторы пути Notch эффективно снижают экспрессию остеогенных маркеров, включая Runx2, Dlx5, Osterix, а также Hes1 и Hes5, что указывает на то, что передача сигналов Notch играет важную регуляторную роль в индуцированной ПеМП остеогенной дифференцировке hMSC [73].

Заключение

В последние десятилетия стимуляция переменными электромагнитными полями привлекает большое внимание как перспективная, неинвазивная и безопасная физическая стратегия для ускорения восстановления костной и суставной тканей. Физическая стимуляция ПеМП инициирует сигнальные каскады, которые эффективно способствуют остеогенезу, хондрогенезу и ангиогенезу, что в конечном итоге повышает способность костной и суставной тканей к самовосстановлению.

В настоящем обзоре показано участие разных ключевых молекулярных сигнальных путей в восстановлении костной и суставной тканей, индуцированном действием ПеМП. Акцент исследований сделан на молекулярные сигнальные пути, описанные выше, которые могут быть перспективной стратегией для дальнейшего повышения терапевтических эффектов стимуляции восстановления опорно-двигательного аппарата с помощью ПеМП за счет увеличения количества остеобластов и их созревания, а также увеличения пролиферации эндотелиальных клеток и тубулизации процессов, важных для остеогенеза и ангиогенеза. Например, низкомолекулярный ингибитор 603281-31-8 может нарушать активность GSK3b, который играет негативную регуляторную роль в пути передачи сигнала Wnt, и приводить к значительному увеличению костной массы [74, 75]. Подавление активности DKK1 или использование антисклеростиновых антител у мышей увеличивало костеобразование и массу костной ткани [76]. Комбинирование воздействия ПеМП с этими активаторами непрямого пути передачи сигналов, Wnt/β-катенин могут дополнительно активировать этот основной путь передачи сигналов и усилить биологический ответ костной ткани на стимуляцию ПеМП, что приведет к более эффективному восстановлению кости. Однако риск развития онкологических процессов, симптомов остеоартрита и остеофитов являются недостатками долгосрочной активации пути передачи сигналов Wnt/β-катенин. В дополнение к сигнальному пути Wnt, многие исследования показали, что комбинирование стимуляции ПеМП с BMP или IGFs может также увеличивать образование костной и суставной тканей [67, 72]. Несмотря на то что положительные эффекты стимуляции ПеМП на процессы восстановления костных и суставных тканей клинически доказаны, в разных исследованиях эффективность магнитотерапии для одного и того же заболевания различается [6, 13]. Во многом это связано с отсутствием стандартизированной интенсивности, частоты, терапевтического курса и времени ПеМП. Таким образом, поскольку стимуляция ПеМП предлагает неинвазивные, эффективные, безопасные и удобные эффекты, она открывает новые возможности для восстановления костей. Однако еще предстоит проделать большую работу для расширения его клинического применения.

Выводы

1. Электрические магнитные поля обладают заметными возможностями ускорения пролиферации, остеогенной дифференцировки путем активации ряда сигнальных путей.

2. Конкретными точками приложения управления сигнальными каскадами со стороны магнитных полей следует назвать дополнительную поляризацию молекул лиганда, существенно усиливающую рецепторную активность каскада; повышенную амплификацию сигналов в каскадах за счет усиления киназной активности.

3. Предполагается механизм прямого активационного действия магнитных полей на внутриклеточные мессенджеры за счет изменения третичной структуры входящих в их состав сигнальных белков.

4. Молекулярные сигнальные пути, описанные выше, могут быть перспективной стратегией для дальнейшего повышения терапевтических эффектов стимуляции восстановления опорно-двигательного аппарата с помощью переменных магнитных полей.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

The authors declare no conflicts of interest.

Литература / References:

  1. Loi F, Cordova LA, Pajarinen J, Lin TH, Yao Z, Goodman SB: Inflammation, fracture and bone repair. Bone. 2016;86:119-130. 
  2. Majidinia M, Sadeghpour A, Yousefi B. The roles of signaling pathways in bone repair and regeneration. J Cell Physiol. 2018;233:2937-2948.
  3. Selvamurugan N, He Z, Rifkin D, Dabovic B, Partridge NC: Pulsed Electromagnetic Field Regulates MicroRNA 21 Expression to Activate TGF-beta Signaling in Human Bone Marrow Stromal Cells to Enhance Osteoblast Differentiation. Stem Cells Int. 2017;2017:2450327.
  4. Fontanesi G, Traina GC, Giancecchi F, Tartaglia I, Rotini R, Virgili B, Cadossi R, Ceccherelli G, Marino AA: Slow healing fractures: can they be prevented? (Results of electrical stimulation in fibular osteotomies in rats and in diaphyseal fractures of the tibia in humans). Ital J Orthop Traumatol. 1986;12:371-385. 
  5. Streit A, Watson BC, Granata JD, Philbin TM, Lin HN, O’Connor JP, Lin S: Effect on Clinical Outcome and Growth Factor Synthesis With Use of Pulsed Electromagnetic Fields for Fifth Metatarsal Nonunion Fracture: A Double-Blind Randomized Study. Foot Ankle Int. 2016;37:919-923. 
  6. Zhu S, He H, Zhang C, Wang H, Gao C, Yu X, He C: Effects of pulsed electromagnetic fields on postmenopausal osteoporosis. Bioelectromagnetics. 2017;38:406-424. 
  7. Yan JL, Zhou J, Ma HP, Ma XN, Gao YH, Shi WG, Fang QQ, Ren Q, Xian CJ, Chen KM. Pulsed electromagnetic fields promote osteoblast mineralization and maturation needing the existence of primary cilia. Mol Cell Endocrinol. 2015;404:132-140. 
  8. Leo M, Milena F, Ruggero C, Stefania S, Giancarlo T: Biophysical stimulation in osteonecrosis of the femoral head. Indian J Orthop. 2009;43:17-21. 
  9. Eftekhar NS, Schink-Ascani MM, Mitchell SN, Bassett CA. Osteonecrosis of the femoral head treated by pulsed electromagnetic fields (PEMFs): a preliminary report. Hip. 1983;306-330. 
  10. Налобина А.Н., Федорова Т.Н., Таламова И.Г., Курч Н.М. Основы физической реабилитации. Саратов; 2018.
  11. Gupta AK, Srivastava KP, Avasthi S. Pulsed electromagnetic stimulation in nonunion of tibial diaphyseal fractures. Indian J Orthop. 2009;43:156-160. 
  12. Meskens MW, Stuyck JA, Feys H, Mulier JC. Treatment of nonunion using pulsed electromagnetic fields: aretrospective follow-up study. Acta Orthop Belg. 1990;56:483-488. 
  13. Assiotis A, Sachinis, Chalidis BE. Pulsed electromagnetic fields for the treatment of tibial delayed unions and nonunions. A prospective clinical study and review of the literature. J Orthop Surg Res. 2012;7:24. 
  14. Chalidis B, Sachinis N, Assiotis A, Maccauro G. Stimulation of bone formation and fracture healing with pulsed electromagnetic fields: biologic responses and clinical implications. Int J Immunopathol Pharmacol. 2011;24:17-20. 
  15. Kuzyk PR, Schemitsch EH. The science of electrical stimulation therapy for fracture healing. Indian J Orthop. 2009;43:127-131. 
  16. Данилова Л.А., Батоцыренова Е.Г., Вольхина И.В., Иванов Д.О., Красникова Е.Н., Литвиненко Л.А., Раменская Н.П., Чайка Н.А. Биохимия. Учебник для вузов. Под ред. Даниловой Л.А. СПб.: СпецЛит; 2020.
  17. Keri RA, Distelhorst CW, Sharifi N, Berger NA. Hormonal Signaling in Hormonal Effects on Tumors. In: Biology and Medicine: Comprehensive Modern Endocrinology. Ed. Litwack G. Academic Press; 2019.
  18. Tonelli FM, Santos AK, Gomes DA, da Silva SL, Gomes KN, Ladeira LO, Resende RR. Stem cells and calcium signaling. Adv Exp Med Biol. 2012;740:891-916. 
  19. Li JK, Lin JC, Liu HC, Sun JS, Ruaan RC, Shih C, Chang WH. Comparison of ultrasound and electromagnetic field effects on osteoblast growth. Ultrasound Med Biol. 2006;32:769-775. 
  20. Kim MO, Jung H, Kim SC, Park JK, Seo YK. Electromagnetic fields and nanomagnetic particles increase the osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Int J Mol Med. 2015;35:153-160. 
  21. Pall ML. Electromagnetic fields act via activation of voltage-gated calcium channels to produce beneficial or adverse effects. J Cell Mol Med. 2013;17:958-965. 
  22. Petecchia L, Sbrana F, Utzeri R, Vercellino M, Usai C, Visai L, Vassalli M, Gavazzo P. Electro-magnetic field promotes osteogenic differentiation of BM-hMSCs through a selective action on Ca(2+)-related mechanisms. Sci Rep. 2015;5:13856.
  23. Zhong C, Zhao TF, Xu ZJ, He RX. Effects of electromagnetic fields on bone regeneration in experimental and clinical studies: a review of the literature. Chin Med J (Engl). 2012;125:367-372. 
  24. Diniz P, Soejima K, Ito G. Nitric oxide mediates the effects of pulsed electromagnetic field stimulation on the osteoblast proliferation and differentiation. Nitric Oxide. 2002;7:18-23. 
  25. Cheng G, Zhai Y, Chen K, Zhou J, Han G, Zhu R, Ming L, Song P, Wang J. Sinusoidal electromagnetic field stimulates rat osteoblast differentiation and maturation via activation of NO-cGMP-PKG pathway. Nitric Oxide. 2011;25:316-325. 
  26. Pilla A, Fitzsimmons R, Muehsam D, Wu J, Rohde C, Casper D. Electromagnetic fields as first messenger in biological signaling: Application to calmodulin-dependent signaling in tissue repair. Biochim Biophys Acta. 2011;1810:1236-1245.
  27. Nelson FR, Zvirbulis R, Pilla AA. Non-invasive electromagnetic field therapy produces rapid and substantial pain reduction in early knee osteoarthritis: a randomized double-blind pilot study. Rheumatol Int. 2013;33:2169-2173.
  28. Fathi E, Farahzadi R. Enhancement of osteogenic differentiation of rat adipose tissue-derived mesenchymal stem cells by zinc sulphate under electromagnetic field via the PKA, ERK1/2 and Wnt/beta-catenin signaling pathways. PLoS One. 2017;12:e0173877.
  29. Drenser KA. Wnt signaling pathway in retinal vascularization. Eye Brain. 2016;8:141-146. 
  30. Ramakrishnan AB, Cadigan KM. Wnt target genes and where to find them. F1000Res. 2017;6:746. 
  31. Pai SG, Carneiro BA, Mota JM, Costa R, Leite CA, Barroso-Sousa R, Kaplan JB, Chae YK, Giles FJ. Wnt/beta-catenin pathway: modulating anticancer immune response. J Hematol Oncol. 2017;10:101. 
  32. Zhai M, Jing D, Tong S, Wu Y, Wang P, Zeng Z, Shen G, Wang X, Xu Q, Luo E. Pulsed electromagnetic fields promote in vitro osteoblastogenesis through a Wnt/beta-catenin signaling-associated mechanism. Bioelectromagnetics. 2016;37(3):152-162.  https://doi.org/10.1002/bem.21961
  33. Jing D, Cai J, Wu Y, Shen G, Li F, Xu Q, Xie K, Tang C, Liu J, Guo W, Wu X, Jiang M, Luo E. Pulsed electromagnetic fields partially preserve bone mass, microarchitecture, and strength by promoting bone formation in hindlimb-suspended rats. J Bone Miner Res. 2014;29:2250-2261.
  34. Jing D, Li F, Jiang M, Cai J, Wu Y, Xie K, Wu X, Tang C, Liu J, Guo W, Shen G, Luo E. Pulsed electromagnetic fields improve bone microstructure and strength in ovariectomized rats through a Wnt/Lrp5/beta-catenin signaling-associated mechanism. PLoS One. 2013;8:e79377.
  35. Lake D, Correa SA, Muller J. Negative feedback regulation of the ERK1/2 MAPK pathway. Cell Mol Life Sci. 2016;73:4397-4413.
  36. Ehnert S, Falldorf K, Fentz AK, Ziegler P, Schroter S, Freude T, Ochs BG, Stacke C, Ronniger M, Sachtleben J, Nussler AK. Primary human osteoblasts with reduced alkaline phosphatase and matrix mineralization baseline capacity are responsive to extremely low frequency pulsed electromagnetic field exposure — Clinical implication possible. Bone Rep. 2015;3:48-56. 
  37. Song MY, Yu JZ, Zhao DM, Wei S, Liu Y, Hu YM, Zhao WC, Yang Y, Wu H. The time-dependent manner of sinusoidal electromagnetic fields on rat bone marrow mesenchymal stem cells proliferation, differentiation, and mineralization. Cell Biochem Biophys. 2014;69:47-54. 
  38. Yong Y, Ming ZD, Feng L, Chun ZW, Hua W. Electromagnetic fields promote osteogenesis of rat mesenchymal stem cells through the PKA and ERK1/2 pathways. J Tissue Eng Regen Med. 2016;10:537-545. 
  39. Soda A, Ikehara T, Kinouchi Y, Yoshizaki K. Effect of exposure to an extremely low frequency-electromagnetic field on the cellular collagen with respect to signaling pathways in osteoblast-like cells. J Med Invest. 2008;55:267-278. 
  40. Hong JM, Kang KS, Yi HG, Kim SY, Cho DW. Electromagnetically controllable osteoclast activity. Bone. 2014;62:99-107. 
  41. Yen-Patton GP, Patton WF, Beer DM, Jacobson BS. Endothelial cell response to pulsed electromagnetic fields: stimulation of growth rate and angiogenesis in vitro. J Cell Physiol. 1988;134:37-46. 
  42. Hopper RA, VerHalen JP, Tepper O, Mehrara BJ, Detch R, Chang El, Baharestani S, Simon BJ, Gurtner GC. Osteoblasts stimulated with pulsed electromagnetic fields increase HUVEC proliferation via a VEGF-A independent mechanism. Bioelectromagnetics. 2009;30:189-197. 
  43. Усанов А.Д. Изменение параметров жизнедеятельности биообъектов под воздействием переменных и постоянных магнитных полей низкой интенсивности. Бюллетень медицинских интернет-конференций. 2012;2(6):380-383. 
  44. Рзянина А.В. Эффекты воздействия переменного магнитного поля на характеристики жизнедеятельности биообъектов: Дис. ... канд. физ-мат. наук. Саратов. 2010.
  45. Yun YR, Won JE, Jeon E, Lee S, Kang W, Jo H, Jang JH, Shin US, Kim HW. Fibroblast growth factors: biology, function, and application for tissue regeneration. J Tissue Eng. 2010;2010:218142.
  46. Deckers MM, Karperien M, van der Bent C, Yamashita T, Papapoulos SE, Lowik CW. Expression of vascular endothelial growth factors and their receptors during osteoblast differentiation. Endocrinology. 2000;141:1667-1674.
  47. Deckers MM, van Bezooijen RL, van der Horst G, Hoogendam J, van Der Bent C, Papapoulos SE, Lowik CW. Bone morphogenetic proteins stimulate angiogenesis through osteoblast-derived vascular endothelial growth factor A. Endocrinology. 2002;143:1545-1553.
  48. Villars F, Bordenave L, Bareille R, Amedee J. Effect of human endothelial cells on human bone marrow stromal cell phenotype: role of VEGF? J Cell Biochem. 2000;79:672-685. 
  49. Tepper OM, Callaghan MJ, Chang EI, Galiano RD, Bhatt KA, Baharestani S, Gan J, Simon B, Hopper RA, Levine JP, Gurtner GC. Electromagnetic fields increase in vitro and in vivo angiogenesis through endothelial release of FGF-2. FASEB J. 2004;18:1231-1233.
  50. Carreira AC, Lojudice FH, Halcsik E, Navarro RD, Sogayar MC, Granjeiro JM. Bone morphogenetic proteins: facts, challenges, and future perspectives. J Dent Res. 2014;93:335-345. 
  51. Gao Y, Zhang Y, Lu Y, Wang Y, Kou X, Lou Y, Kang Y. TOB1 Deficiency Enhances the Effect of Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells on Tendon-Bone Healing in a Rat Rotator Cuff Repair Model. Cell Physiol Biochem. 2016;38:319-329. 
  52. Усанов А.Д. Эффекты воздействия магнитных полей на биообъекты. Саратов. 2014.
  53. Егоров А.Н., Дзюба Ю.Е. Биологическое действие электромагнитного излучения. В сб. научных трудов I Международной научно-практической конференции: Актуальные проблемы безопасности жизнедеятельности и экологии. Под ред. проф. Пузырева Н.М. Тверь. 2015.
  54. Макрушин В.О., Гапошина Т.С. Воздействие вращающегося магнитного поля на модели внутренних структур организма. В сб.: Современная наука: новые подходы и актуальные исследования. Материалы Международной научно-практической конференции. Под общей ред. Вострецова А.И. Нефтекамск: Мир Науки; 2018.
  55. Чернякова Ю.М., Пинчук Л.С., Цветкова Е.А., Чернюк Н.В. О моделировании биофизического поля сустава в трибологических экспериментах in vitro. Трение и износ. 2010;31:5. 
  56. Guerkov HH, Lohmann CH, Liu Y, Dean DD, Simon BJ, Heckman JD, Schwartz Z, Boyan BD. Pulsed electromagnetic fields increase growth factor release by nonunion cells. Clin Orthop Relat Res. 2001;265-279. 
  57. Kang KS, Hong JM, Seol YJ, Rhie JW, Jeong YH, Cho DW. Short-term evaluation of electromagnetic field pretreatment of adipose-derived stem cells to improve bone healing. J Tissue Eng Regen Med. 2015;9:1161-1171.
  58. Ding S, Peng H, Fang HS, Zhou JL, Wang Z. Pulsed electromagnetic fields stimulation prevents steroid- induced osteonecrosis in rats. BMC Musculoskelet Disord. 2011;12:215. 
  59. Lohmann CH, Schwartz Z, Liu Y, Guerkov H, Dean DD, Simon B, Boyan BD. Pulsed electromagnetic field stimulation of MG63 osteoblast-like cells affects differentiation and local factor production. J Orthop Res. 2000;18:637-646. 
  60. Bodamyali T, Bhatt B, Hughes FJ, Winrow VR, Kanczler JM, Simon B, Abbott J, Blake DR, Stevens CR. Pulsed electromagnetic fields simultaneously induce osteogenesis and upregulate transcription of bone morphogenetic proteins 2 and 4 in rat osteoblasts in vitro. Biochem Biophys Res Commun. 1998;250:458-461. 
  61. Zhou J, Ming LG, Ge BF, Wang JQ, Zhu RQ, Wei Z, Ma HP, Xian CJ, Chen KM. Effects of 50 Hz sinusoidal electromagnetic fields of different intensities on proliferation, differentiation and mineralization potentials of rat osteoblasts. Bone. 2011;49:753-761. 
  62. Xie YF, Shi WG, Zhou J, Gao YH, Li SF, Fang QQ, Wang MG, Ma HP, Wang JF, Xian CJ, Chen KM. Pulsed electromagnetic fields stimulate osteogenic differentiation and maturation of osteoblasts by upregulating the expression of BMPRII localized at the base of primary cilium. Bone. 2016;93:22-32. 
  63. Selvamurugan N, Kwok S, Vasilov A, Jefcoat SC, Partridge NC. Effects of BMP-2 and pulsed electromagnetic field (ПЕМП) on rat primary osteoblastic cell proliferation and gene expression. J Orthop Res. 2007;25:1213-1220.
  64. Schwartz Z, Simon BJ, Duran MA, Barabino G, Chaudhri R, Boyan BD. Pulsed electromagnetic fields enhance BMP-2 dependent osteoblastic differentiation of human mesenchymal stem cells. J Orthop Res. 2008;26:1250-1255.
  65. Ongaro A, Pellati A, Bagheri L, Fortini C, Setti S, De Mattei M. Pulsed electromagnetic fields stimulate osteogenic differentiation in human bone marrow and adipose tissue derived mesenchymal stem cells. Bioelectromagnetics. 2014;35:426-436. 
  66. Yang HJ, Kim RY, Hwang SJ. Pulsed Electromagnetic Fields Enhance Bone Morphogenetic Protein-2 Dependent-Bone Regeneration. Tissue Eng Part A. 2015;21:2629-2637.
  67. Arvidson K, Abdallah BM, Applegate LA, Baldini N, Cenni E, Gomez-Barrena E, Granchi D, Kassem M, Konttinen YT, Mustafa K, Pioletti DP, Sillat T, Finne-Wistrand A. Bone regeneration and stem cells. J Cell Mol Med. 2011;15:718-746. 
  68. Guo Y, Tang CY, Man XF, Tang HN, Tang J, Zhou CL, Tan SW, Wang M, Feng YZ, Zhou HD. Insulin-like growth factor-1 promotes osteogenic differentiation and collagen I alpha 2 synthesis via induction of mRNA- binding protein LARP6 expression. Dev Growth Differ. 2017;59:94-103. 
  69. Zhou J, Ma XN, Gao YH, Yan JL, Shi WG, Xian CJ, Chen KM. Sinusoidal electromagnetic fields promote bone formation and inhibit bone resorption in rat femoral tissues in vitro. Electromagn Biol Med. 2016;35:75-83. 
  70. Ongaro A, Pellati A, Masieri FF, Caruso A, Setti S, Cadossi R, Biscione R, Massari L, Fini M, De Mattei M. Chondroprotective effects of pulsed electromagnetic fields on human cartilage explants. Bioelectromagnetics. 2011;32:543-551. 
  71. Esmail MY, Sun L, Yu L, Xu H, Shi L, Zhang J. Effects of ПЕМП and glucocorticoids on proliferation and differentiation of osteoblasts. Electromagn Biol Med. 2012;31:375-381. 
  72. Bagheri L, Pellati A, Rizzo P, Aquila G, Massari L, De Mattei M, Ongaro A. Notch pathway is active during osteogenic differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells induced by pulsed electromagnetic fields. J Tissue Eng Regen Med. 2017;12(2):304-315.  https://doi.org/10.1002/term.2455
  73. Fang QQ, Li ZZ, Zhou J, Shi WG, Yan JL, Xie YF, Chen KM. Low-frequency pulsed electromagnetic fields promotes rat osteoblast differentiation in vitro through cAMP/PKA signal pathway. Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao. 2016;36:1508-1513.
  74. Fini M, Pagani S, Giavaresi G, De Mattei M, Ongaro A, Varani K, Vincenzi F, Massari L, Cadossi M. Functional tissue engineering in articular cartilage repair: is there a role for electromagnetic biophysical stimulation? Tissue Eng Part B Rev. 2013;19:353-367. 
  75. Kulkarni NH, Wei T, Kumar A, Dow ER, Stewart TR, Shou J, N’Cho M, Sterchi DL, Gitter BD, Higgs RE, Halladay DL, Engler TA, Martin TJ, Bryant HU, Ma YL, Onyia JE. Changes in osteoblast, chondrocyte, and adipocyte lineages mediate the bone anabolic actions of PTH and small molecule GSK-3 inhibitor. J Cell Biochem. 2007;102:1504-1518.
  76. Heath DJ, Chantry AD, Buckle CH, Coulton L, Shaughnessy JD Jr, Evans HR, Snowden JA, Stover DR, Vanderkerken K, Croucher PI. Inhibiting Dickkopf-1 (Dkk1) removes suppression of bone formation and prevents the development of osteolytic bone disease in multiple myeloma. J Bone Miner Res. 2009;24:425-436. 

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.