Результаты систематической оценки чувствительности культур микроорганизмов к антимикробным средствам являются неоценимым фактическим материалом для определения уровня приобретенной резистентности возбудителей, циркулирующих в том или ином географическом регионе, а также в определенном стационаре, что позволяет оптимизировать схемы эмпирической стартовой антимикробной терапии, а также выявлять новые гены резистентности [1—4]. Мониторинг антибиотикорезистентности показывает смену устойчивости возбудителей к антибиотикам, широко используемым в медицинской практике [5, 6]. Использовать зарубежные данные для разработки региональных рекомендаций не всегда возможно, так как существует доказанная высокая вероятность колебаний резистентности в разных регионах [7—9]. Это диктует необходимость учета региональных особенностей видового состава возбудителей, изучения их резистентности к антибактериальным препаратам. Рациональное использование противомикробных средств становится основным направлением в современных условиях [10, 11]. Изучение структуры микробиоты и ее чувствительности к современным противомикробным препаратам у пациентов, страдающих хроническим гнойным средним отитом (ХГСО), разработка режимов применения этих препаратов на основании клинико-микробиологических данных являются одной из актуальных проблем современной оториноларингологии. Поскольку в последнее время нередко встречается смешанная (бактериально-грибковая) биота со стороны уха, очень важным является подбор комбинации нескольких лекарственных средств с учетом вида возбудителей и их чувствительности. При продолжительном течении заболевания, и особенно при длительном местном и (или) общем применении антибиотиков, кортикостероидов, а также у пациентов с выраженной сопутствующей патологией нередко подтверждается грибковая инфекция, вызванная дрожжеподобными и плесневыми грибами, способствующая ухудшению процесса [12—15]. Выявление и лечение микотической инфекции является наиболее перспективным направлением в решении проблемы отомикоза послеоперационной полости, особенно на этапе предоперационной подготовки, что способствует предотвращению осложнений, вызванных микромицетами, в том числе и при различных вариантах тимпанопластики.

Цель настоящей работы — изучение спектра микробиоты, поддерживающей воспалительный процесс в полостях среднего уха у пациентов, страдающих ХГСО, и определение ее чувствительности к противомикробным препаратам.

Исследования проводились на базе клинико-диагностической лаборатории ГУ «РНПЦ радиационной медицины и экологии человека» Гомеля в течение 2008—2011 гг. Для идентификации, определения чувствительности и анализа полученных данных использовали диагностические системы микробиологического анализатора miniAPI фирмы «bioMerieux» (Франция).

С целью выявления специфического возбудителя ХГСО использовали бактериоскопический метод (микроскопия нативного и окрашенного препарата) и бактериологическое (культуральное) исследование — посев на общепринятые питательные среды. Также проводилось целенаправленное микологическое исследование патологического ушного отделяемого, которое включало микроскопию нативного и окрашенного препаратов по Граму с дополнительным посевом на хромогенную среду Сабуро.

Материалом для микробиологического исследования служило ушное отделяемое из барабанной полости и антрума, а также со стенок наружного слухового прохода (НСП).

Забор материала для микроскопии производился стерильной ложкой Фолькмана путем легкого соскоба слизистой оболочки стенок барабанной и послеоперационной полостей, или стерильной ватой, фиксированной на металлическом зонде. Полученное содержимое тонким слоем наносили на предметное стекло и высушивали на воздухе, после чего фиксированный мазок окрашивали по Граму. Микроскопию мазков проводили при ув. 100 и 400. Бактериологический (культуральный) метод применялся с целью определения возбудителей Staphylococcus aureus, Staphylococcusepidermidis, Streptococcus pyogenes, Klebsiella pneumonia, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli; анаэробов Bacteroides, Peptostreptococcus; грибов рода Aspergillus, Penicillium, Candida, Mucor, и определения их чувствительности к антибиотикам и антимикотикам. После забора материала его помещали в пробирку с транспортной угольной средой Амиеса («Hеmа-Меdicа», Индия), где материал хранился не более 2 ч.

В дальнейшем проводился посев биологического материала на специальные твердые и жидкие питательные среды производственного изготовления («bioMerieux», Франция).

Идентификация полученных культур основывалась на изучении морфологических признаков при микроскопии, биохимических признаков (цветные реакции — изменение цвета питательной среды с добавлением индикатора) и внешнего вида выросших колоний. Кроме того, проводилась количественная оценка степени обсемененности — определялось число колониеобразующих единиц (КОЕ) в 1 мл. Степень обсемененности, при которой определяли ≥10⁵ КОЕ/мл, считали признаком инфекции. Культуры, не имеющие клинического значения, исключались. Для идентификации применялись планшеты (стрипы), содержащие дегидрированные биохимические субстраты (от 16 до 32 тестов). При определении чувствительности к антибиотикам использовались стандартные диски. Определение чувствительности к противогрибковым препаратам (амфотерицину В, флуконазолу, итраконазолу и вориконазолу) проводилось на стрипах (ATB FUNGUS-3) («bioMerieux», Франция) в полужидкой среде, адаптированной к требованиям стандартного метода разведений Института клинических лабораторных стандартов (CLSI) — NCCLS М-44 (США). Для контроля качества определения чувствительности использовались контрольные штаммы американской коллекции микроорганизмов (ATCC). Преимуществом культурального метода является возможность определения чувствительности и резистентности возбудителей к химиопрепаратам, а также использование его с целью контроля эффективности антибактериальной и антимикотической терапии, так как рост дает только живая микро- и микобиота.

Микробиологическое обследование пациентов проводилось до начала лечения, у части пациентов в середине лечения (5—7-й день) проводили повторное исследование. После лечения (через 10—14 дней после начала лечения) выполняли контрольную отомикроскопию с исследованием ушного отделяемого с целью определения эффективности проведенного лечения.

Бактериологическое исследование ушного отделяемого проведено у 138 пациентов, из них у 73 (52,9%) мужчин, 65 (47,1%) женщин в возрасте от 12 до 79 лет, страдающих ХГСО.

Положительный результат микробиологического обследования был получен у 104 (75,4%) пациентов. Обобщенные результаты микробного состава отделяемого из уха приведены в табл. 1.

При обследовании микробный состав отделяемого из уха у 61 (58,6%) пациента был представлен монокультурой, у 43 (41,4%) пациентов — ассоциациями микроорганизмов. Установлено, что при ХГСО преобладает бактериобиота — 69 (66,3%) больных. Среди всех выделенных бактерий преобладал коагулазопозитивный золотистый стафилококк в диагностически значимом титре (>10⁵ КОЕ/мл) — 36 (34,6%) случаев. Второй по частоте встречаемости — 17 (16,3%) результатов — группа неферментирующих грамотрицательных бактерий: Pseudomonasaeruginosae, Acinetobacter (10⁵—10⁸ КОЕ/мл). У 16 (15,4%) пациентов выделены представители семейства энтеробактерий (Escherichia coli, Proteus vulgaris, Proteus mirabilis). Одновременно несколько бактериальных возбудителей из одного уха выделено в 2 (1,9%) случаях. Полученные результаты соответствуют данным литературы последних лет [16].

При обострении ХГСО из ушного отделяемого грибы выделены в виде монокультуры у 7 (6,7%) пациентов, а в ассоциациях с бактериобиотой у 28 (26,9%) обследованных. Всего грибковый процесс подтвержден у 35 (33,6%) пациентов. Наряду с микромицетами из полостей среднего уха и послеоперационной полости наиболее часто высевали золотистый стафилококк, реже — синегнойную и кишечную палочку. При ХГСО грибковой и грибково-бактериальной природы этиологически значимыми возбудителями являлись мицелиальные грибы Aspergillus spp. — 45,7% (Asp.fumigatus — 8,6%, Asp. niger — 37,1%), Penicillium spp. — 8,6%, дрожжевые грибы рода Candida — 45,7% (C. аlbicans — 40,0%, С. parapsilosis — 5,7%). При этом грибково-грибковая ассоциация (Asp. niger и C.albicans) выявлена в 2 (5,7%) случаях.

Несмотря на данные микробиологического исследования, клинически наличие грибкового поражения уха наряду с бактериальным было установлено у 107 (77,5%) пациентов, что проявлялось рецидивирующим гноетечением из уха, зудом и ощущением заложенности уха, мацерацией кожи НСП, резистентностью к антибактериальной терапии. В послеоперационной полости среднего уха у таких пациентов наблюдались замедление или отсутствие эпидермизации, а также массивный рост грануляционной ткани, большое количество отделяемого в виде пленок и корок черного, серого или белого цвета, отсутствие или плохое приживление неотимпанального лоскута после проведенной тимпанопластики.

Для выбора оптимального антимикробного препарата недостаточно знать только спектр возбудителей, необходимо также учитывать региональные данные по лекарственной устойчивости. Нами проведена оценка региональной чувствительности выделенных микроорганизмов, результаты представлены в табл. 2—5.

Как видно из табл. 2, максимальная чувствительность S. aureus отмечается к цефтриаксону, ципрофлоксацину, ломефлоксацину (резистентность не более 5,5%), цефуроксиму (резистентность 11,1%), максимальная резистентность к ампициллину, эритромицину, полимиксину (66,7 — 83,3%).

По данным табл. 3, представители группы неферментирующих грамотрицательных бактерий обладают максимальной чувствительностью к ломефлоксацину (100%), имипинему и ципрофлоксацину (94,1%), цефуроксиму и цефтриаксону (88,2%). Резистентность к цефазолину, цефалексину, доксициклину, тетрациклину — до 35,3%, оксациллину, амоксициллину, ампициллину, полимиксину — 41,2 — 76,4%.

По данным антибиотикочувствительности, энтеробактерии высокочувствительны к ломефлоксацину, имипинему, ципрофлоксацину (до 93,7%), амикацину, цефтриаксону (87,5%). Максимальная резистентность к антибиотикам из группы пенициллинов, цефалоспоринам I поколения, тетрациклинам, полимиксинам — до 81,3%.

Таким образом, при анализе чувствительности бактериобиоты к антимикробным химиопрепаратам следует отметить высокую чувствительность возбудителей к цефалоспоринам II—III поколения (цефуроксиму, цефтриаксону) — уровень резистентности к данным препаратам не превышает 11,8%, фторхинолонам II—III генерации (ципрофлоксацину, ломефлоксацину) — резистентность не более 6,3%. Резервными препаратами для лечения инфекций, вызванных неферментирующими грамотрицательными микроорганизмами и энтеробактериями, являются карбопенемы (имипенем). Резистентность возбудителей к препаратам доксициклина, полимиксина, ампициллина, эритромицина достигает 44,4 — 80,3%.

Выделенные штаммы грибов рода Candida подтвердили высокую чувствительность (92,9%) к таким противогрибковым препаратам, как флуконазол, флуцитозин, и 100% чувствительность к итраконазолу, вориконазолу, амфотерицину В, что совпадает с данными литературы [17]. Следует отметить, что, по нашим данным, плесневые грибы в 93,8% резистентны к флуконазолу. Резистентность к итраконазолу и вориконазолу выявлена у Asp. fumigatus в 1 случае (6,3%).

1. Этиологически значимыми возбудителями, поддерживающими хронический гнойно-воспалительный процесс в полостях среднего уха, являются бактерии — 66,3%, грибково-бактериальные ассоциации — 26,9%, грибы — 6,7% случаев.

2. Среди бактериобиоты ушного отделяемого преобладает S. aureus в диагностически значимом титре (>10⁵ КОЕ/мл) — 34,6%. На втором месте по частоте — группа неферментирующих грамотрицательных бактерий P. aeruginosae, A. baumannii (10⁵—10⁸ КОЕ/мл) — 16,3%. У 15,4% обследованных пациентов выделены представители семейства энтеробактерий (E. coli, Proteus spp.).

3. Среди грибково-бактериальных ассоциаций преобладающими являлись микромицеты в 26,9% случаев (Aspergillus spp. — 45,7%, Penicillium spp. — 8,6%, Candida spp. — в 45,7%).

4. Отмечена высокая чувствительность возбудителей, выделенных из ушного содержимого у пациентов в период обострения ХГСО, к цефалоспоринам II—III поколения, фторхинолонам II поколения. При этом выявлена максимальная резистентность выделенных возбудителей (44,4 — 80,3%) к антибиотикам из группы пенициллинов, цефалоспоринам I поколения, тетрациклинам, полимиксинам, эритромицину.

5. В случае часто рецидивирующего течения хронического гнойного среднего отита и отсутствия эффекта от традиционной антибактериальной терапии в большинстве случаев выявлена грибковая и грибково-бактериальная биота, что требует обязательного назначения антимикотических препаратов.

6. Назначение флуконазола оправдано только при подтверждении этиологической роли С. albicans; итраконазола и вориконазола — при выделении мицелиальных грибов.

7. Своевременная диагностика и лечение микотической инфекции со стороны наружного и среднего уха на этапе предоперационной подготовки являются необходимой и обоснованной с целью предупреждения развития отомикоза послеоперационной полости, а также ряда тяжелых осложнений, обусловленных грибковой инфекцией, нередко приводящих к инвалидизации пациента.