Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.

Вход
RU
+7 (495) 482-4118
+7 (495) 482-0604
+8 800 101-59-87
  • (бесплатный номер по вопросам подписки)
    пн-пт с 10 до 18
  • Издательство «Медиа Сфера»
    а/я 54, Москва, Россия, 127238
  • info@mediasphera.ru

  • © 1998-2024
+7 (495) 482-43-29
RU
0 ₽
0 товара
Все журналы
Журнал
Год
Год
Результаты поиска: 0

Проняева К.А.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Басов Н.В.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Бутикова Е.А.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Данилова А.Н.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Колерова А.В.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Поспелов Б.А.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Прозорова П.В.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Сергеева И.Г.

ФГБОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Современные методы диагностики инфекций, передаваемых половым путем. От традиционных методов к технологиям тестирования на месте оказания медицинской помощи

Авторы:

Проняева К.А., Басов Н.В., Бутикова Е.А., Данилова А.Н., Колерова А.В., Поспелов Б.А., Прозорова П.В., Сергеева И.Г.

Подробнее об авторах

Журнал: Клиническая дерматология и венерология. 2023;22(3): 244‑251

DOI: 10.17116/klinderma202322031244

Просмотров: 1676

Загрузок: 11

Купить за 200₽
Связаться с автором
Оглавление

MODERN METHODS OF DIAGNOSIS OF SEXUALLY TRANSMITTED INFECTIONS: FROM TRADITIONAL APPROACHES TO POINT-OF-CARE TESTING TECHNOLOGIES
MODERN METHODS OF DIAGNOSIS OF SEXUALLY TRANSMITTED INFECTIONS: FROM TRADITIONAL APPROACHES TO POINT-OF-CARE TESTING TECHNOLOGIES

Как цитировать:

Проняева К.А., Басов Н.В., Бутикова Е.А., Данилова А.Н., Колерова А.В., Поспелов Б.А., Прозорова П.В., Сергеева И.Г. Современные методы диагностики инфекций, передаваемых половым путем. От традиционных методов к технологиям тестирования на месте оказания медицинской помощи. Клиническая дерматология и венерология. 2023;22(3):244‑251.
Pronyaeva KA, Basov NV, Butikova EA, Danilova AN, Kolerova AV, Pospelov BA, Prozorova PV, Sergeeva IG. Modern methods of diagnosis of sexually transmitted infections: from traditional approaches to point-of-care testing technologies. Russian Journal of Clinical Dermatology and Venereology. 2023;22(3):244‑251. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/klinderma202322031244

Здоровье щитовидной железы – 2024
Перекрестки терапевтических проблем
Доказательная гастроэнтерология: pro et contra
Актуальные вопросы педиатрической практики
NN - давайте знакомится (08.04.2024)
Использование инфографики авторами научных работ
МСФ на ЯМ
Mediasphera_Net
1med.tv
Закрыть метаданные
Рекомендуем статьи по данной теме:
Ис­сле­до­ва­ние ан­ти­тел к окис­лен­ным ли­поп­ро­те­инам низ­кой плот­нос­ти у боль­ных си­фи­ли­сом. Кли­ни­чес­кая дер­ма­то­ло­гия и ве­не­ро­ло­гия. 2023;(2):153-160
Ре­зуль­та­ты ис­сле­до­ва­ния би­омар­ке­ров ин­тра­те­каль­но­го гу­мо­раль­но­го им­мун­но­го от­ве­та при си­фи­ли­се. Кли­ни­чес­кая дер­ма­то­ло­гия и ве­не­ро­ло­гия. 2023;(2):173-180
Труд­нос­ти в ди­аг­нос­ти­ке си­фи­ли­са. Кли­ни­чес­кая дер­ма­то­ло­гия и ве­не­ро­ло­гия. 2023;(2):200-203
Уро­ге­ни­таль­ная хла­ми­дий­ная ин­фек­ция. Бак­те­ри­аль­ная наг­руз­ка воз­бу­ди­те­ля и осо­бен­нос­ти кли­ни­чес­ко­го те­че­ния ин­фек­ции. Кли­ни­чес­кая дер­ма­то­ло­гия и ве­не­ро­ло­гия. 2023;(3):252-259
Кли­ни­чес­кий слу­чай ато­пи­чес­ко­го дер­ма­ти­та, ос­лож­нен­но­го гер­пе­ти­фор­мной эк­зе­мой Ка­по­ши. Кли­ни­чес­кая дер­ма­то­ло­гия и ве­не­ро­ло­гия. 2023;(3):273-280
Ре­ци­ди­ви­ру­ющие ано­ге­ни­таль­ные бо­ро­дав­ки. Сов­ре­мен­ные воз­мож­нос­ти про­фи­лак­ти­ки ре­ци­ди­вов. Кли­ни­чес­кая дер­ма­то­ло­гия и ве­не­ро­ло­гия. 2023;(3):316-322
Пре­дик­тив­ные мар­ке­ры им­му­но­те­ра­пии в ра­ке шей­ки мат­ки. Ар­хив па­то­ло­гии. 2023;(5):5-12
При­ме­не­ние ре­ком­би­нан­тно­го аде­но­ас­со­ци­иро­ван­но­го ви­ру­са для пас­сив­ной им­му­ни­за­ции и за­щи­ты от ин­фек­ци­он­ных за­бо­ле­ва­ний. Мо­ле­ку­ляр­ная ге­не­ти­ка, мик­ро­би­оло­гия и ви­ру­со­ло­гия. 2024;(1):25-33

Своевременная диагностика инфекций, передаваемых половым путем, (ИППП) определяет сохранение не только индивидуального здоровья пациента, но и здоровья общества, так как ограничивает распространение возбудителей ИППП. Совершенствование методов диагностики проводится постоянно, многие методы, которые в прошлом определяли тактику терапии, сегодня не рассматривают в качестве методов диагностики. Активно разрабатываются технологии, которые в скором времени будут использоваться в рутинной практике врачей. Изменение методов лабораторной диагностики отвечает на вызовы времени, такие как частое наличие микст-инфекции у пациентов с ИППП, инфицирование пациентов ВИЧ с типичным для этого состояния снижением выработки антител, развитие у возбудителей ИППП устойчивости к применяемым препаратам, формирование онкологических заболеваний в результате внедрения возбудителя ИППП в слизистые оболочки. Важным требованием современности является скорость получения результата, в том числе использование новых технологий, позволяющих диагностировать инфекцию на месте оказания помощи (point-of-care технологии). Обзор знакомит врачей с новыми направлениями в лабораторной диагностике ИППП.

Ключевые слова:

point-of-care технологии
сифилис
гонорея
хламидиоз
трихомониаз
ВПЧ
вирус простого герпеса
ВИЧ

Авторы:

Проняева К.А.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Басов Н.В.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Бутикова Е.А.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Данилова А.Н.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Колерова А.В.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Поспелов Б.А.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Прозорова П.В.

ФГАОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Сергеева И.Г.

ФГБОУ ВО «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»

Дата поступления:

11.11.2022

Дата принятия в печать:

24.03.2023

Список литературы:

  1. Sexually transmitted infections (STIs). World health organization. August 22, 2022. Accessed August 27, 2022. https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/sexually-transmitted-infections-(stis)
  2. Forrestel AK, Kovarik CL, Katz KA. Sexually acquired syphilis: Laboratory diagnosis, management, and prevention. J Am Acad Dermatol. 2020; 82(1):17-28.  https://doi.org/10.1016/j.jaad.2019.02.074
  3. Luo Y, Xie Y, Xiao Y. Laboratory Diagnostic Tools for Syphilis: Current Status and Future Prospects. Front Cell Infect Microbiol. 2021;10:574806. https://doi.org/10.3389/fcimb.2020.574806
  4. Zhou C, Zhang X, Zhang W, Duan J, Zhao F. PCR detection for syphilis diagnosis: Status and prospects. J Clin Lab Anal. 2019;33(5):e22890. https://doi.org/10.1002/jcla.22890
  5. Edmondson DG, Norris SJ. In Vitro Cultivation of the Syphilis Spirochete Treponema pallidum [published correction appears in Curr Protoc. 2022;2(8):e552] [published correction appears in Curr Protoc. 2022 Aug; 2(8):e551]. Curr Protoc. 2021;1(2):e44.  https://doi.org/10.1002/cpz1.44
  6. Romeis E, Tantalo L, Lieberman N, Phung Q, Greninger A, Giacani L. Genetic engineering of Treponema pallidum subsp. pallidum, the Syphilis Spirochete. PLoS Pathog. 2021;17(7):e1009612. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1009612
  7. Tuddenham S, Katz SS, Ghanem KG. Syphilis Laboratory Guidelines: Performance Characteristics of Nontreponemal Antibody Tests. Clin Infect Dis. 2020;71(suppl 1):21-42.  https://doi.org/10.1093/cid/ciaa306
  8. Egito, Elton & Silva-Júnior, Alberto & Lucena, Raiza & Oliveira, Maria & Andrade, Cesar. Electrochemical platform for anti-cardiolipin antibody detection in human syphilitic serum. Current Research in Biotechnology. 2022;4.  https://doi.org/10.1016/j.crbiot.2022.01.001
  9. Adamson PC, Loeffelholz MJ, Klausner JD. Point-of-Care Testing for Sexually Transmitted Infections: A Review of Recent Developments. Arch Pathol Lab Med. 2020;144(11):1344-1351. https://doi.org/10.1016/j.crbiot.2022.01.001
  10. Maseko DV, Valashiya D, Kularatne RS. Development and trial of a dried tube specimen (DTS) proficiency testing panel for dual HIV/syphilis rapid diagnostic tests. Diagn Microbiol Infect Dis. 2022;102(3):115607. https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2021.115607
  11. Huang T, Zhang J, Ke W, et al. MicroRNA expression profiling of peripheral blood mononuclear cells associated with syphilis. BMCInfectDis. 2020; 20(10):165.  https://doi.org/10.1186/s12879-020-4846-x
  12. Yang J, Huang T, Zhao P, et al. MicroRNA-101-3p, MicroRNA-195-5p, and MicroRNA-223-3p in Peripheral Blood Mononuclear Cells May Serve as Novel Biomarkers for Syphilis Diagnosis. Microb Pathog. 2021;152:104769. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2021.104769
  13. Gaydos CA, Melendez JH. Point-by-point progress: gonorrhea point of care tests. Expert Rev Mol Diagn. 2020;20(8):803-813.  https://doi.org/10.1080/14737159.2020.1778467
  14. Van Der Pol B, Gaydos CA. A profile of the binx health io molecular point-of-care test for chlamydia and gonorrhea in women and men. Expert Rev Mol Diagn. 2021;21(9):861-868.  https://doi.org/10.1080/14737159.2021.1952074
  15. Chen X et al. Visual and Rapid Diagnosis of Neisseria gonorrhoeae Using Loop-Mediated Isothermal Amplification Combined With a Polymer Nanoparticle — Based Biosensor in Clinical Application. Front Mol Biosci. 2021;651.  https://doi.org/10.3389/fmolb.2021.702134
  16. Harding-Esch EM et al. Diagnostic accuracy of a prototype rapid chlamydia and gonorrhea recombinase polymerase amplification assay: a multicentre cross-sectional preclinical evaluation. Clin Microbiol Infect. 2019;25(3):380.  https://doi.org/10.1016/j.cmi.2018.06.003
  17. Morris SR, et al. Performance of a single-use, rapid, point-of-care PCR device for the detection of Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis, and Trichomonas vaginalis: a cross-sectional study. Lancet Infect Dis. 2021;21(5): 668-676.  https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30734-9
  18. Horst AL, et al. A paperfluidic platform to detect Neisseria gonorrhoeae in clinical samples. Biomed Microdevices. 2018;20(2):1-7.  https://doi.org/10.1007/s10544-018-0280-x
  19. Trick AY, et al. A portable magnetofluidic platform for detecting sexually transmitted infections and antimicrobial susceptibility. Sci Transl Med. 2021; 13(593):eabf6356. https://doi.org/10.1126/scitranslmed.abf6356
  20. Lee DYJ et al. Reflex Detection of Ciprofloxacin Resistance in Neisseria gonorrhoeae by Use of the SpeeDx ResistancePlus GC Assay. J Clin Microbiol. 2021;59(5):e00089-21.  https://doi.org/10.1128/JCM.00089-21
  21. Luo H et al. Development and application of Cas13a-based diagnostic assay for Neisseria gonorrhoeae detection and azithromycin resistance identification. J Antimicrob Chemother. 2022;77(3):656-664.  https://doi.org/10.1093/jac/dkab447
  22. Shaskolskiy B et al. Hydrogel Droplet Microarray for Genotyping Antimicrobial Resistance Determinants in Neisseria gonorrhoeae Isolates. Polymers (Basel). 2021;13(22):3889. https://doi.org/10.3390/polym13223889
  23. Van Gerwen OT, Muzny CA. Recent advances in the epidemiology, diagnosis, and management of Trichomonas vaginalis infection. F1000Research. 2019;8.  https://doi.org/10.12688/f1000research.19972.1
  24. Rodríguez-Granger J et al. Actualización en el diagnóstico de las infecciones de transmisión sexual. Actas Dermo-Sifiliográficas. 2020;111(9):711-724.  https://doi.org/10.1016/j.ad.2019.05.008
  25. Gaydos CA, Klausner JD, Pai NP, Kelly H, Coltart C, Peeling RW. Rapid and point-of-care tests for the diagnosis of Trichomonas vaginalis in women and men. Sex Transm Infect. 2017;93(S4):31-35.  https://doi.org/10.1136/sextrans-2016-053063
  26. Gaydos CA, Manabe YC, Melendez JH. A Narrative Review of Where We Are With Point-of-Care Sexually Transmitted Infection Testing in the United States. Sex Transm Dis. 2021;48(8S):71-77.  https://doi.org/10.1097/OLQ.0000000000001457
  27. Caruso G, Giammanco A, Virruso R, Fasciana T. Current and Future Trends in the Laboratory Diagnosis of Sexually Transmitted Infections. International Journal of Environmental Research and Public Health. 2021; 18(3):1038. https://doi.org/10.3390/ijerph18031038
  28. Van Der Pol B, Williams JA, Fuller D, Taylor SN, Hook EW 3rd. Combined Testing for Chlamydia, Gonorrhea, and Trichomonas by Use of the BD Max CT/GC/TV Assay with Genitourinary Specimen Types. J Clin Microbiol. 2016;55(1):155-164.  https://doi.org/10.1128/JCM.01766-16
  29. Vais, Rezvan & Heli, Hossein & Sattarahmady, Naghmeh & Barazesh, Afshin. A novel and ultrasensitive label-free electrochemical DNA biosensor for Trichomonas vaginalis detection based on a nanostructured film of poly(ortho-aminophenol). Synthetic Metals. 2022;287:117082. https://doi.org/10.1016/j.synthmet.2022.117082
  30. Ilbeigi S, Dehdari Vais R, Sattarahmady N. Photo-genosensor for Trichomonas vaginalis based on gold nanoparticles-genomic DNA. Photodiagnosis Photodyn Ther. 2021;34:102290. https://doi.org/10.1016/j.pdpdt.2021.102290
  31. Dolat L. A renewed tool kit to explore Chlamydia pathogenesis: from molecular genetics to new infection models. F100Res. 2019;8:935.  https://doi.org/10.12688/f1000research.18832.1
  32. Shetty S, Kouskouti C, Schoen U, Evangelatos N, Vishwanath S, Satyamoorthy K, Kainer F, Brand A. Diagnosis of Chlamydia trachomatis genital infections in the era of genomic medicine. Brazilian Journal of Microbiology. Brazilian Society of Microbiology. 2021;52(3):1327. https://doi.org/10.1007/s42770-021-00533-z
  33. Frej-Mądrzak M, Gryboś A, Gryboś M, Teryks-Wołyniec D, Jama-Kmiecik A, Sarowska J, Choroszy-Król I. PCR diagnostics of Chlamydia trachomatis in asymptomatic infection by women. Ginekol Pol. 2018;89(3):115-119.  https://doi.org/10.5603/GP.a2018.0020
  34. Chernesky MA. Chlamydia trachomatis diagnostics. Sex Transm Infect. 2002;78(4):232.  https://doi.org/10.1136/sti.78.4.232
  35. Janssen KJH, Dirks JAMC, Dukers-Muijrers NHTM, Hoebe CJPA, Wolffs PFG. Review of Chlamydia trachomatis viability methods: assessing the clinical diagnostic impact of NAAT positive results. Expert Rev Mol Diagn. 2018;18(8):739-747.  https://doi.org/10.1080/14737159.2018.1498785
  36. Phillips S, Vodstrcil LA, Huston WM, Lawerence A, Timms P, Chen MY, Worthington K, McIver R, Bradshaw CS, Garland SM, Tabrizi SN, Hocking JS. Detection of Chlamydia trachomatis mRNA using digital PCR as a more accurate marker of viable organism. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2018;37(11):2117-2122. https://doi.org/10.1007/s10096-018-3347-y
  37. Ma C, Du J, He W, Chen R, Li Y, Dou Y, Yuan X, Zhao L, Gong H, Liu P, Liu H. Rapid and accurate diagnosis of Chlamydia trachomatis in the urogenital tract by a dual-gene multiplex qPCR method. J Med Microbiol. 2019; 68(12):1732-1739. https://doi.org/10.1099/jmm.0.001084
  38. Zhou Y, Jiang TT, Li J, Yin YP, Chen XS. Performance of point-of-care tests for the detection of chlamydia trachomatis infections: A systematic review and meta-analysis. eClinicalMedicine. 2021;37:100961. https://doi.org/10.1016/j.eclinm.2021.100961
  39. Harding-Esch EM, Cousins EC, Chow SC, Phillips LT, Hall CL, Cooper N, Fuller SS, Nori AV, Patel R, Thomas-William S, Whitlock G, Edwards SJE, Green M, Clarkson J, Arlett B, Dunbar JK, Lowndes CM, Sadiq ST. A 30-Min Nucleic Acid Amplification Point-of-Care Test for Genital Chlamydia trachomatis Infection in Women: A Prospective, Multi-center Study of Diagnostic Accuracy. EBioMedicine. 2018;28:120-127.  https://doi.org/10.1016/j.ebiom.2017.12.029
  40. Widdice LE, Hsieh YH, Silver B, Barnes M, Barnes P, Gaydos CA. Performance of the Atlas Genetics Rapid Test for Chlamydia trachomatis and Women’s Attitudes Toward Point-Of-Care Testing. Sex Transm Dis. 2018; 45(11):723-727.  https://doi.org/10.1097/OLQ.0000000000000865
  41. Hayward RJ, Marsh JW, Humphrys MS, Huston WM, Myers GSA. Early Transcriptional Landscapes of Chlamydia trachomatis-Infected Epithelial Cells at Single Cell Resolution. Front Cell Infect Microbiol. 2019;9:392.  https://doi.org/10.3389/fcimb.2019.00392
  42. Zheng X, O’Connell CM, Zhong W, Poston TB, Wiesenfeld HC, Hillier SL, Trent M, Gaydos C, Tseng G, Taylor BD, Darville T. Gene expression signatures can aid diagnosis of sexually transmitted infection-induced endometritis in women. Front Cell Infect Microbiol. 2018;8:307.  https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00307
  43. Hufnagel K, Hoenderboom B, Harmel C, Rohland JK, van Benthem BHB, Morré SA, Waterboer T. Chlamydia trachomatis Whole-Proteome Microarray Analysis of The Netherlands Chlamydia Cohort Study. Microorganisms. 2019;7(12):703.  https://doi.org/10.3390/microorganisms7120703
  44. Sachse K, Rahman KS, Schnee C, Müller E, Peisker M, Schumacher T, Schubert E, Ruettger A, Kaltenboeck B, Ehricht R. A novel synthetic peptide microarray assay detects Chlamydia species-specific antibodies in animal and human sera. Sci Rep. 2018;8:4701. https://doi.org/10.1038/s41598-018-23118-7
  45. Foschi C, Laghi L, D’Antuono A, Gaspari V, Zhu C, Dellarosa N, Salvo M, Marangoni A. Urine metabolome in women with Chlamydia trachomatis infection. PLoS One. 2018;13(3):e0194827. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0194827
  46. Borgogna JC, Shardell MD, Yeoman CJ, Ghanem KG, Kadriu H, Ulanov AV, Gaydos CA, Hardick J, Robinson CK, Bavoil PM, Ravel J, Brotman RM, Tuddenham S. The association of Chlamydia trachomatis and Mycoplasma genitalium infection with the vaginal metabolome. Sci Rep. 2020; 10(1):3420. https://doi.org/10.1038/s41598-020-60179-z
  47. Shin HY, Lee B, Hwang SH, Lee DO, Sung NY, Park JY, Jun JK. Evaluation of satisfaction with three different cervical cancer screening modalities: clinician-collected Pap test vs. HPV test by self-sampling vs. HPV test by urine sampling. J Gynecol Oncol. 2019;30(5):e76.  https://doi.org/10.3802/jgo.2019.30.e76
  48. Bouvard V. The IARC Perspective on Cervical Cancer Screening. N Engl J Med. 2021;385(20):1908-1918. https://doi.org/10.1056/NEJMsr2030640
  49. Castle PE, Smith KM, Davis TE, Schmeler KM, Ferris DG, Savage AH, et al. Reliability of the Xpert HPV Assay to Detect High-Risk Human Papillomavirus DNA in a Colposcopy Referral Population. Am J Clin Pathol. 2015; 143(1):126-133.  https://doi.org/10.1309/AJCP4Q0NSDHWIZGU
  50. Ma, B., Fang, J., Lin, W. et al. A simple and efficient method for potential point-of-care diagnosis of human papillomavirus genotypes: combination of isothermal recombinase polymerase amplification with lateral flow dipstick and reverse dot blot. Anal Bioanal Chem. 2019;411(28):7451-7460. https://doi.org/10.1007/s00216-019-02113-5
  51. Derbie A. et al. HPV E6/E7 mRNA test for the detection of high grade cervical intraepithelial neoplasia (CIN2+): a systematic review. Infect Agent Cancer. 2020;15:9.  https://doi.org/10.1186/s13027-020-0278-x
  52. van Keer S. et al. Triage of human papillomavirus infected women by methylation analysis in first-void urine. Sci Rep. 2021;11(1):7862. https://doi.org/10.1038/s41598-021-87329-1
  53. Pisarska J, Baldy-Chudzik K. MicroRNA-based fingerprinting of cervical lesions and cancer. J Clin Med. 2020;9(11):3668. https://doi.org/10.3390/jcm9113668
  54. Gong J. et al. A simple and rapid diagnostic method for 13 types of high-risk human papillomavirus (HR-HPV) detection using CRISPR-Cas12a technology. Sci Rep. 2021;11(1):12800. https://doi.org/10.1038/s41598-021-92329-2
  55. Clarke M.A. et al. Five-Year Risk of Cervical Precancer Following p16/Ki-67 Dual-Stain Triage of HPV-Positive Women. JAMA Oncol. 2019;5(2): 181-186.  https://doi.org/10.1001/jamaoncol.2018.4270
  56. Benevolo M. et al. Immunohistochemical expression of p16 INK4a is predictive of HR-HPV infection in cervical low-grade lesions. Mod Pathol. 2006;19(3):384-391.  https://doi.org/10.1038/modpathol.3800551
  57. Shi Q et al. Ki-67 and P16 proteins in cervical cancer and precancerous lesions of young women and the diagnostic value for cervical cancer and precancerous lesions. Oncol Lett. 2019;18(2):1351-1355. https://doi.org/10.3892/ol.2019.10430
  58. Zardiashvili.MD et al. Proteomic composition of cervicovaginal fluid in cervical diseases associated with HPV infection. Akusherstvo i ginekologiia. 2017;4:88-94.  https://doi.org/10.18565/aig.2017.4.88-94
  59. Kowalczyk T et al. Mass spectrometry based proteomics and metabolomics in personalized oncology. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 2020;1866(5): 165690. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2020.165690
  60. WHO guideline for screening and treatment of cervical pre-cancer lesions for cervical cancer prevention, second edition. World Health Organization. 2021; 24. 
  61. Nath, P; Kabir, MA; Doust, SK; Ray, A. Diagnosis of Herpes Simplex Virus: Laboratory and Point-of-Care Techniques. Infect Dis Rep. 2021;13:518-539.  https://doi.org/10.3390/idr13020049
  62. Dominguez SR, Pretty K, Hengartner R, Robinson CC. Comparison of Herpes Simplex Virus PCR with Culture for Virus Detection in Multisource Surface Swab Specimens from Neonates. J Clin Microbiol. 2018;56(10):e00632-18.  https://doi.org/10.1128/JCM.00632-18
  63. Workowski KA, Bachmann LH, Chan PA, Johnston CM, Muzny CA, Park I, Reno H, Zenilman JM, Bolan GA. Sexually Transmitted Infections Treatment Guidelines, 2021. MMWR Recomm Rep. 2021;70(4):1-187.  https://doi.org/10.15585/mmwr.rr7004a1
  64. Arshad Z, Alturkistani A, Brindley D, Lam C, Foley K, Meinert E. Tools for the Diagnosis of Herpes Simplex Virus 1/2: Systematic Review of Studies Published Between 2012 and 2018. JMIR Public Health Surveill. 2019; 5(2):e14216. https://doi.org/10.2196/14216
  65. Goux HJ, Raja B, Kourentzi K, Trabuco JRC, Vu BV, Paterson AS, et al. Evaluation of a nanophosphor lateral-flow assay for self-testing for herpes simplex virus type 2 seropositivity. PLoS ONE. 2019;14(12):e0225365. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0225365
  66. Ray A, Daloglu MU, Ho J, Torres A, Mcleod E, Ozcan A. Computational sensing of herpes simplex virus using a cost-effective on-chip microscope. Sci Rep. 2017;7(1):4856. https://doi.org/10.1038/s41598-017-05124-3
  67. Jevšnik M, Lusa L, Uršič T, Glinšek Biškup U, Petrovec M. Detection of herpes simplex and varicella-zoster virus from skin lesions: comparison of RT-PCR and isothermal amplification for rapid identification. Diagn Microbiol Infect Dis. 2020;97(2):115015. https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2020.115015
  68. Arsenault C, Camirand Lemyre F, Martin P, Lévesque S. Bayesian Evaluation of Solana HSV 1+2/VZV Assay Compared to Viral Culture and Commercial PCR Assay for Cutaneous or Mucocutaneous Specimens. J Clin Microbiol. 2020;58(3):e01552-19.  https://doi.org/10.1128/JCM.01552-19
  69. Onyango CO, Loparev V, Lidechi S, Bhullar V, Schmid DS, Radford K, Lo MK, Rota P, Johnson BW, Munoz J, Oneko M, Burton D, Black CM, Neatherlin J, Montgomery JM, Fields B. Evaluation of a TaqMan Array Card for Detection of Central Nervous System Infections. J Clin Microbiol. 2017;55(7):2035-2044. https://doi.org/10.1128/JCM.02469-16
  70. LF Garcia, ESB Rodrigues, GRLD Souza, IJ Wastowski, FMD Oliveira, WTPD Santos, EDS Gil. Impedimetric biosensor for bovine herpesvirus type 1-antigen detection. Electroanalysis. 2020;32:1100-1106. https://doi.org/10.1002/elan.201900606

Закрыть метаданные

Связаться с автором
Email
Сообщение

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Обратная связь
Если у вас возникли вопросы, жалобы или предложения, — воспользуйтесь формой обратной связи.
Email
Сообщение
Подать заявку

Вы можете стать автором одного из наших журналов, отправьте заявку и мы рассмотрим ее в течении дня.

Имя
Телефон
E-mail
Сообщение
Вход
Регистрация
E-mail
Пароль
Забыли пароль?

Войдите на сайт, используя вашу учетную запись в одном из сервисов

Восстановление пароля
E-mail
Войти
Зарегистрироваться


Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.