Клиническая эффективность переливаний концентратов тромбоцитов, подвергнутых инактивации патогенов

ГС — геморрагический синдром

ИП — инактивация патогенов

КТ — концентрат тромбоцитов

СПТ — скорректированный прирост тромбоцитов

Актуальность проблемы инфекционной безопасности реципиентов при трансфузиях компонентов крови не только не уменьшается, но и возрастает в связи с увеличением количества переливаемых компонентов крови и совершенствованием методов выявления трансмиссивных инфекций.

Первичный отбор доноров, формирование когорты повторных доноров, все более широкое использование метода автоматического цитафереза, позволяющего соблюсти принцип один донор — один реципиент, качественное микробиологическое тестирование компонентов крови по-прежнему не гарантируют полноценного обеспечения инфекционной безопасности гемотрансфузий [1—3].

Постоянный рост числа трансфузий концентратов тромбоцитов (КТ) [4, 5], расширение спектра возбудителей инфекций, передаваемых через кровь, учащение осложнений, связанных с контаминацией бактериальной микрофлорой концентратов тромбоцитов, сохраняющаяся проблема заражения парентеральными вирусными гепатитами обусловливают необходимость создания и внедрения в практику службы крови методов тотальной инактивации патогенов (ИП) [6—8].

Методы ИП в КТ имеют целью максимальное подавление всего спектра инактивируемых патогенов в отсутствие или при снижении влияния на количество и функциональную активность тромбоцитов.

Наиболее перспективны фотодинамические методы, в основе которых лежит следующее: компонент крови обрабатывается веществом (фотосенсибилизатором), которое при последующем облучении светом определенной длины волны способно вызывать повреждение нуклеиновых кислот или клеточных мембран [9].

В системе инактивации Intercept в качестве фотосенсибилизатора используется синтетический псорален амотосален. Псоралены, связываясь с нуклеиновыми кислотами, под влиянием ультрафиолетового излучения, дают эффект, аналогичный алкилирующим соединениям, эффективно ингибируя все основные функции ДНК и РНК: репликацию, транскрипцию, трансляцию и репарацию [10].

В то же время существует риск, что амотосален, влияя на все виды нуклеиновых кислот, в том числе цитоплазматические РНК, может опосредованно ухудшать функциональную активность тромбоцитов [11]. В исследовании, проведенном в ГНЦ МЗ РФ, показано влияние этого метода инактивации на количество тромбоцитов в КТ и их функциональный статус [12].

Первые результаты применения in vivo обработанных амотосаленом тромбоцитов были неоднозначны — не согласовывались с данными экспериментов на животных и лабораторных испытаний. У здоровых добровольцев прирост числа и выживаемость тромбоцитов ниже, чем при трансфузии КТ, не подвергнутых инактивации [13, 14]. Данный метод достаточно широко применяется в странах Европы. У нас в стране отдельные станции переливания крови также применяют его с 2004 г. (Самара).

Обследовали 29 пациентов (13 женщин, 16 мужчин), медиана возраста 38 лет (20—66 лет), находившихся на лечении в ГНЦ МЗ РФ с мая по август 2012 г. Критерием включения была глубокая тромбоцитопения (менее 20·10⁹/л), обусловливающая необходимость трансфузии КТ с целью профилактики или купирования геморрагического синдрома (ГС).

В исследование не включали пациентов с наличием факторов, влияющих на посттрансфузионный прирост числа тромбоцитов: с фебрильной лихорадкой (температура ≥38 °С), резистентностью к трансфузиям КТ (скорректированный прирост тромбоцитов ≤5 после 2 последовательных переливаний КТ), спленомегалией (размер селезенки более 12 см) или пациенты, которым выполнена спленэктомия [15].

КТ получали из крови здоровых доноров на сепараторе клеток крови MCS+ («Hemonetics», США) в соответствии с инструкциями изготовителя. ИП проводили с использованием системы Intercept («Сerus Corporation», США) с соблюдением инструкций производителя.

Каждый реципиент получил 2 трансфузии КТ: 1 трансфузия КТ, подвергнутых ИП (КТ-ИП), и 1 контрольная трансфузия КТ, не подвергнутого ИП.

Лабораторными показателями, характеризующими эффективность трансфузии КТ, считали увеличение числа циркулирующих тромбоцитов в крови реципиента через 1 ч и 24 ч после трансфузии [13].

Количественный подсчет тромбоцитов проводили на гематологическом анализаторе ADVIA 60.

Материалом исследования служила капиллярная кровь. Кровь брали из пальца в объеме 200 мкл в пробирки Microvette 200 (имеющих встроенную капиллярную систему конец в конец). Пробирки содержали стандартное количество распыленного антикоагулянта — калиевая соль этилендиаминтетрауксусной кислоты (К2 ЭДТА).

Исходное количество тромбоцитов в крови реципиента определяли за 20—60 мин до трансфузии. Критерием оценки был абсолютный прирост числа тромбоцитов (АПТ) через 1 ч (30—120 мин; АПТ-1) и 1 сут (18—24 ч; АПТ-24) после трансфузии.

ГС оценивали по градации кровотечений ВОЗ [16] на основании объективного осмотра и опроса пациента за 1 ч до переливания, а также через 1 и 24 ч после переливания. Купированием ГС считали прекращение спонтанной кровоточивости и отсутствие новых геморрагий на коже и видимых слизистых оболочках.

Статистический анализ. Для оценки различия между показателями использовали парный двусторонний гомоскедастический (для равных дисперсий) t-критерий Стьюдента (проверяющий гипотезу о равенстве средних двух совокупностей). Для оценки равенства дисперсий применяли F-критерий. Оценку согласия распределения показателя с нормальным законом (по эмпирическому распределению) выполняли с использованием критерия Колмогорова—Смирнова. Уровень значимости для принятия альтернативной статистической гипотезы принят равным или меньшим 0,05. Показатели с распределением, близким к нормальному, представлены в виде среднего значения с 95% доверительным интервалом.

Среднее число тромбоцитов у реципиентов до трансфузии в группе КТ-ИП и в контрольной группе составило 15,3·10⁹ и 14,7·10⁹/л соответственно. Терапевтическую дозу КТ определяли перед каждой трансфузией из расчета 0,5—0,7·10¹¹ тромбоцитов на каждые 10 кг массы тела реципиента и в среднем составила 3,7·10¹¹ в группе КТ-ИП и 3,9·10¹¹ в контрольной группе. Через 1 ч после трансфузии КТ число тромбоцитов у реципиентов в среднем составило 40·10⁹/л в группе КТ-ИП и 48·10⁹/л в контрольной группе (см. таблицу).

Среднее количество тромбоцитов через 1 сут после переливания составило 30,6·10⁹/л в группе КТ-ИП и 36,3·10⁹/л в контрольной группе. В обеих группах количество тромбоцитов через 1 сут после трансфузии превышало исходное, что свидетельствовало об удовлетворительной эффективности заместительной терапии. Однако в группе КТ-ИП показатель АПТ-24 был более низким, чем в контрольной группе (15,3·10⁹/л против 21,6·10⁹/л; p=0,05) (см. рисунок, а).

Таким образом, при использовании КТ-ИП в сравнении с необработанными КТ посттрансфузионный прирост был ниже на 24% через 1 ч после трансфузии и на 29% через 1 сут после переливания КТ.

При расчете АПТ не учитывали рост, массу тела реципиента и количество переливаемых тромбоцитов. С целью учета конкретных особенностей каждой трансфузии мы использовали расчет скорректированного прироста тромбоцитов (СПТ) [18].

СПТ определяли по формуле:

При расчете СПТ через 1 ч после трансфузии отмечено более низкое значение этого показателя в группе КТ-ИП по сравнению с контрольной группой (11,6·10⁹/л против 15·10⁹/л; p=0,05) (см. рисунок, б).

В дальнейшем мы определяли СПТ через 24 ч после трансфузии КТ. Средний СПТ-24 составил 7,1·10⁹/л в группе КТ-ИП и 9,8·10⁹/л в контрольной группе (см. рисунок, б). При эффективной трансфузии СПТ через 24 ч после переливания КТ, по данным разных авторов, должен составлять не менее 4,5—7·10⁹/л [14, 18]. В обеих группах СПТ-24 был сопоставимым.

Средний интервал между трансфузиями КТ составил 3 дня как в группе КТ-ИП, так и в контрольной группе (см. таблицу). Таким образом, более низкий прирост тромбоцитов в группе КТ-ИП не сопровождается достоверным укорочением интервала между трансфузиями КТ.

Большинство трансфузий в обеих группах были профилактическими (43 из 58). В группе КТ-ИП у 7 из 29 реципиентов имелись геморрагические проявления в виде кожно-геморрагического синдрома на момент трансфузии. Все геморрагические осложнения отнесены к 1-й степени по классификации ВОЗ. ГС полностью купирован после трансфузии, и обеспечено эффективное предупреждение геморрагических осложнений у остальных реципиентов.

В контрольной группе у 8 из 29 реципиентов имелись кожно-геморрагические проявления, которые отнесены к 1-й степени по классификации ВОЗ. В контрольной группе отмечены купирование ГС и эффективная профилактика геморрагических осложнений.

Следовательно, клиническая эффективность остается практически одинаковой, вне зависимости от использования метода ИП.

Трансфузии КТ, подвергнутых ИП фотодинамическим методом с использованием амотосалена, сопровождаются более низким посттрансфузионным приростом числа тромбоцитов у реципиента в сравнении с переливанием необработанных КТ. Несмотря на более низкий посттрансфузионный прирост, после переливания КТ-ИП отмечены эффективное купирование ГС и предупреждение геморрагических осложнений.

Различия по приросту числа тромбоцитов увеличиваются в течение 1 сут после трансфузии (см. рисунок), что может свидетельствовать о худшей приживляемости тромбоцитов, подвергнутых ИП. Однако снижение прироста в группе КТ-ИП не приводит к достоверному уменьшению интервала между трансфузиями и увеличению частоты трансфузий. Таким образом, можно сделать вывод о сопоставимой клинической эффективности трансфузий КТ-ИП и КТ, не подвергнутых обработке.