Золпидем и залеплон являются снотворными лекарственными средствами третьего поколения, применяются в медицинской практике при бессоннице (инсомния). По химической структуре являются производными имидазопиридина и пиразолопиримидина соответственно (формулы см. на стр. 37).

Препараты токсичны. Описаны случаи смертельных и несмертельных интоксикаций золпидемом и залеплоном [1, 2]. Для установления факта отравления необходимо определение исследуемых веществ в биологических объектах, в том числе подвергшихся гнилостным изменениям. В специальной литературе мы не нашли работ, посвященных изучению сохраняемости золпидема и залеплона в биологических объектах. Установление сроков, в течение которых исследуемые вещества сохраняются в трупном материале, т. е. могут быть идентифицированы и количественно определены, имеет большое практическое значение. Кроме того, представляло интерес выяснить, насколько стабильны при контакте с биологическим материалом золпидем и залеплон, химическая структура которых сильно отличается от структуры снотворных первого и второго поколений (барбитуратов и 1,4-бензодиазепинов).

Цель исследования — проведение экспериментов по сохраняемости золпидема и залеплона в образцах трупной печени в процессе хранения их при температуре 5 и 18—20 ^оС в течение 3 и 6 мес.

По 5 г измельченной ткани печени трупов людей, умерших от травм, помещали в пенициллиновые флаконы вместимостью 20 мл, в 5 из которых добавляли по 1 мл водного раствора исследуемых веществ (золпидема тартрат и залеплон), содержащих 400 мкг в 1 мл, в 6-й флакон помещали 1 мл воды. Содержимое флаконов перемешивали в течение 10 мин, флаконы герметично закрывали и хранили в указанных условиях. Затем проводили анализ по следующей методике.

В каждый флакон добавляли по 10 мл ацетона, экстрагировали в течение 10 мин, центрифугировали 5 мин при 3000 об/мин (I ступень). Экстракты отделяли и процедуру экстрагирования повторяли еще раз с использованием 5 мл ацетона (II ступень). Ацетоновые экстракты, полученные на каждой ступени, объединяли, процеживали через небольшие ватные тампоны в сухие пенициллиновые флаконы и выпаривали при температуре 40 ^оС на водяной бане под слабым током воздуха до полного удаления ацетона. Содержимое флаконов смешивали с 5 мл 0,1 н. раствора хлористоводородной кислоты (рН 2,0), добавляли 5 мл н-гексана и экстрагировали в течение 5 мин. Экстракцию гексаном проводили 2 раза. Органическую фазу отделяли центрифугированием и не исследовали, а водную подщелачивали 25% раствором аммония гидроксида до рН 9,0 и экстрагировали 5 мл хлороформа в течение 5 мин. Хлороформные экстракты отделяли и экстракцию хлороформом повторяли еще раз. Объединенные экстракты фильтровали через сухой бумажный фильтр в присутствии безводного натрия сульфата и выпаривали досуха при температуре 40 °C под слабым током воздуха. Сухие остатки с помощью нескольких капель хлороформа количественно наносили на стартовую линию пластины Sorbfil размером 10×15 см с флюоресцирующей добавкой в виде полосы, с одной стороны которой наносили смесь метчиков, с другой — стандартный раствор золпидема или залеплона в виде точек. Хроматографирование проводили в системе ацетон без предварительного насыщения камеры парами растворителя [3]. Полученные хроматограммы обрабатывали реактивом Драгендорфа — наблюдали полосы, окрашенные в оранжевый цвет, расположенные в V хроматографической группе на уровне стандартов (рис. 1 и далее). Отмеченные окрашенные полосы счищали в пенициллиновые флаконы, добавляли по 5 мл 0,1 н. раствора натрия гидроксида и хлороформа, экстрагировали в течение 5 мин и центрифугировали при 2000 об/мин в течение 5 мин.

Хлороформные экстракты отделяли, фильтровали через сухой бумажный фильтр в присутствии безводного натрия сульфата и выпаривали досуха при температуре 40 ^оС на водяной бане под слабым током воздуха. Сухие остатки растворяли в различных объемах спирта и спектрофотометрировали при длине волны 200—400 нм (спектрофотометр СФ-2000) по сравнению с раствором, полученным при исследовании холостой пробы, измеряя величины оптических плотностей в максимуме поглощения спиртовых растворов основания золпидема (λ=243 нм) и залеплона (λ=232 нм). На рис. 2 и 3 приведены спектры абсорбции золпидема и залеплона, выделенных после хранения объектов в течение 6 мес при температуре 5 ^оС (характер спектральных кривых веществ, изолированных после хранения в других условиях, аналогичен приведенным на рис. 2 и 3). Как видно из рисунков, спектры поглощения анализируемых веществ, выделенных из гнилостно измененных образцов печени, полностью совпадают со спектрами нативных веществ.

Для расчета количественного содержания веществ, выделенных из объектов исследования, использовали метод стандарта (оптические плотности растворов золпидема и залеплона, содержащих по 10 мкг в 1 мл, соответственно равны 0,996 и 1,004). Результаты определения исследуемых веществ представлены в табл. 1—4.

Из приведенных в таблицах данных следует, что анализируемые вещества сохраняются в ткани печени при указанных сроках хранения и температурных режимах. Выход золпидема и залеплона после 6-месячного хранения при комнатной температуре составил в среднем 34 и 19% соответственно.

Результаты проведенных экспериментов показали, что золпидем и залеплон являются достаточно устойчивыми соединениями при контакте с трупной тканью печени. Оба вещества сохраняются в течение 6 мес при различных температурах и могут быть изолированы, идентифицированы и количественно определены по предлагаемой методике.

Конфликт интересов отсутствует.