Коэн И.А.

ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России

Устюгов А.Ю.

ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова»

Мантурова Н.Е.

ФГБОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России;
Институт пластической хирургии и косметологии

Влияние соматических факторов пациента на свойства липоаспирата

Авторы:

Коэн И.А., Устюгов А.Ю., Мантурова Н.Е.

Подробнее об авторах

Прочитано: 1622 раза


Как цитировать:

Коэн И.А., Устюгов А.Ю., Мантурова Н.Е. Влияние соматических факторов пациента на свойства липоаспирата. Пластическая хирургия и эстетическая медицина. 2021;(3):102‑108.
Koen IA, Ustyugov AYu, Manturova NE. Influence of the patient’s somatic factors on the properties of lipoaspirate. Plastic Surgery and Aesthetic Medicine. 2021;(3):102‑108. (In Russ., In Engl.)
https://doi.org/10.17116/plast.hirurgia2021031102

Введение

Жировая ткань — сложный орган, состоящий из зрелых адипоцитов и стромально-васкулярной фракции, которая включает в себя фибробласты, преадипоциты, мышечные и эндотелиальные клетки, клетки иммунной и кроветворной системы, а также стволовые клетки жировой ткани (ADSC) [1—4]. На сегодняшний день технология трансфера жировой ткани стала наиболее распространенной, рутинной и относительно простой процедурой в пластической хирургии, трансплантологии и клеточной терапии, породив множество методов сбора жировой ткани, которые были хорошо охарактеризованы и стандартизованы [5, 6]. Несмотря на то что пересадка жировой ткани широко используется уже несколько десятилетий, одной из нерешенных проблем в этой области остается непредсказуемая резорбция жировой ткани после трансплантации [7, 8]. На результаты приживления жировой ткани при аутотрансплантации может влиять не только выбор техники и условий выполнения процедуры липоаспирации, но и индивидуальные факторы пациента, такие как возраст, пол, индекс массы тела, менопаузальный статус, выбор донорской области для трансплантации, наличие хронических заболеваний и пр.

Основу для изучения влияния индивидуальных факторов пациентов на жизнеспособность трансплантированных жировых клеток заложил Линдон Пер. В 1956 г. он предложил теорию жизнеспособности жировых клеток отметив, что их выживаемость в аутотрансплантате жировой ткани зависит от общего количества пересаженных жизнеспособных клеток. Также он отмечал, что у тучных людей выживаемость пересаженных жировых клеток меньше, чем у нетучных, и рекомендовал перед процедурой аутотрансплантации таким пациентам перейти на диету, предполагая, что эта мера позволит улучшить выживаемость клеток трансплантата и избежать проведения повторных операций.

К настоящему времени накоплено большое количество противоречивых данных, которые свидетельствуют о возможности влияния индивидуальных факторов пациента на пролиферативную активность, жизнеспособность адипоцитов и ADSC при проведении липосакции для последующей аутотрансплантации жировой ткани. Целью текущей статьи стала критическая оценка этих данных.

Влияние возраста на жизнеспособность и функции ADSC

Количество исследований, изучавших вопрос о влиянии возрастного фактора на жизнеспособность адипоцитов, клеток сторомально-васкулярной фракции и ADSC, достигает двух десятков. Выводы их противоречивы, но большинство из них свидетельствуют об отсутствии какого-либо влияния возрастного фактора на эффективность сбора адипоцитов и ADSC [9—19]. Интересно отметить, что по мере снижения объема изучаемой выборки количество статей, свидетельствующих об отрицательном влиянии возраста на эффективность сбора ADSC, возрастает [20—24]. Тем не менее в исследованиях последних лет, основанных на изучении экспрессии генов старения, было показано, что с возрастом количество ядросодержащих клеток значительно падает, а пролиферативный потенциал ADSC и их способность к дифференцировке значимо сокращается [20, 22].

Так, R. Madonna и соавт. провели сравнение свойств ADSC, полученных из области передней брюшной стенки, между пациентами «молодого» (n=18; 40—54 года) и «пожилого» (n=22; 66—92 года) возраста и сообщили о существенном падении эффективности выделения ADSC, а также о снижении ангиогенной способности ADSC с увеличением возраста [21]. Хотя M. Zhu и соавт. не обнаружили существенного влияния возраста на адипогенный потенциал ADSC, они сообщили о том, что с возрастом остеогенный потенциал ADSC значительно снижался [25]. О снижении остеогенного потенциала ADSC по мере взросления человека свидетельствуют и ряд других исследований [24, 26]. Подобная возрастная зависимость наблюдалась и на животных моделях [27, 28].

Исследования ADSC, полученных от возрастных пациентов, свидетельствуют о снижении их пролиферативного потенциала и стабильности, что ограничивает их широкое применение в клинической практике [29, 30]. Более того, ADSC характеризуются значительным снижением продукции теломеразы и укорочением теломер. Вместе с тем они сохраняют способность к пролиферации in vitro, хотя эта способность и ограничена во времени [22, 31, 32]. Таким образом, основываясь только на лабораторных данных, можно прийти к выводу о предпочтительности проведения аутотрансплантации жировой ткани людям в более молодой возрастной группе.

Однако в условиях увеличения средней продолжительности жизни населения процедуры по трансплантации жировой ткани, учитывая ее омолаживающие и регенеративные эффекты, становятся все более востребованными. В большинстве опубликованных работ количество пациентов старческого возраста, включенных в исследования, было минимальным. Действительно, возможно, что выживаемость адипоцитов и ADSC с возрастом снижается и этот эффект будет обнаружен по мере увеличения выборок с включением возрастных пациентов, но тот факт, что эффективность сбора ADSC выглядит относительно стабильным в разных возрастных группах, весьма обнадеживает. Тем более что в реальной клинической практике аутотрансплантацию жировой ткани можно проводить столько раз, сколько необходимо. А применение технологий криоконсервации жировой ткани позволяет надеяться на улучшение результатов аутотрансплантации жировой ткани у возрастных пациентов.

Влияние пола на жизнеспособность и функции ADSC

Немногочисленные исследования влияния принадлежности к полу на численность и пролиферацию ADSC человека in vitro не выявили каких-либо значимых различий [11, 12, 19, 33]. M. Faustini и соавт. изучили жировую ткань 37 мужчин и 88 женщин и сообщили, что лучшей донорской зоной среди мужчин с точки зрения сбора ADSC является передняя брюшная стенка [11]. A. Aksu и соавт. изучили жировую ткань кожно-жирового лоскута, удаленного в ходе абдоминопластики у 3 мужчин и 3 женщин, и сообщили, что ADSC у мужчин обладают более эффективной остеогенной дифференцировкой по сравнению с женщинами [34].

Влияние менопаузального статуса и уровня эстрогенов на жизнеспособность и функции ADSC

Существует небольшое количество данных о влиянии менопаузального статуса и концентрации эстрогенов в крови у женщин на жизнеспособность адипоцитов и ADSC. Так P. Geissler и соавт. обнаружили повышение жизнеспособности адипоцитов, выделенных из инфраумбиликальной области у женщин младше 45 лет по сравнению с женщинами более старшего возраста. Полученные отличия могут объясняться различной концентрацией эстрогенов в крови в этих подгруппах, однако информация о гормональном статусе пациентов исследователями собрана не была [9].

Основным регулятором обмена жировой ткани является циркулирующий эстроген, который осуществляет свое действие преимущественно через рецепторы ER-α и ER-β. Распределение этих рецепторов на адипоцитах между различными депо жировой ткани варьирует, что может обуславливать локальные особенности в передаче сигнала от эстрогенов [35]. Снижение концентрации эстрогенов, например у женщин в постменопаузе или у мышей с удаленными яичниками, было связано с увеличением диаметра адипоцитов и усилением процессов липолиза, воспаления и окислительного стресса [36]. Добавление же 17β-эстрадиола к ADSC на примере мышиной модели было связано со значительным улучшением выживаемости жирового трансплантата и его адипогенной дифференцировки за счет снижения апоптотических явлений [37, 38]. В исследовании на мышах J. Bills и соавт. изучали влияние циркулирующих эстрогенов на результаты трансплантации жировой ткани. Они показали, что в контрольной группе по сравнению с овариоэктомированными мышами аутотрансплантированная жировая ткань имела более высокую капиллярную плотность и экспрессию проангиогенных факторов. Однако через 45 дней после трансплантации эти различия нивелировались, что может свидетельствовать о меньшей роли эстрогенов при трансфере жировой ткани [39].

Влияние индекса массы тела на жизнеспособность и функции ADSC

Значительное количество исследований обнаружили влияние увеличения индекса массы тела (ИМТ) на жизнеспособность и функции адипоцитов [10, 16, 40—44]. V. Van Harmelen и соавт. в одном из крупных исследований (n=189) получили данные об отрицательной корреляции ИМТ с количеством адипоцитов и стромальных клеток на грамм жировой ткани. Способность ADSC к дифференцировке с увеличением значения ИМТ также была снижена [16].

В ряде исследований in vitro были показаны аналогичные результаты, свидетельствующие о том, что с увеличением ИМТ снижалась пролиферативная и дифференцировочная активность адипоцитов [10, 16, 40, 41, 43]. При этом отмечается отрицательная корреляция ИМТ с количеством клеток стромально-васкулярной фракции (SVF) или ADSC [45—47]. T. Frazier и соавт. сообщают, что у людей с ожирением функции ADSC были снижены на ранних стадиях адипогенного и остеогенного развития, что коррелировало с их способностью образовывать колонии in vitro и оказалось обратно пропорциональным ИМТ [40]. L. Pérez и соавт. наряду со снижением способности к дифференцировке и миграции ADSC, к проявлению ангиогенных и пролиферативных свойств у тучных людей отмечали изменения активности теломеразы и длины теломер ДНК, что свидетельствует о снижении способности ADSC к самообновлению и ведет к их раннему апоптозу [42, 43].

Тем не менее в ряде исследований ученые так и не обнаружили значимых связей между ИМТ и жизнеспособностью адипоцитов, ADSC [9, 11, 13, 14, 17—19]. В проспективном исследовании A. Mojallal и соавт. после разделения пациенток на две группы (ИМТ≤25 кг/м2 и ИМТ>25 кг/м2) не было обнаружено статистически значимой корреляции между ИМТ и показателями пролиферации [13]. Аналогично M. Faustini и соавт. проанализировали данные 125 испытуемых, стратифицированных по полу, и не обнаружили связи между увеличением ИМТ и количеством ADSC [11].

В исследовании M. Kawagishi-Hotta и соавт., в которое вошли 260 человек, также не было обнаружено корреляций между ИМТ и выходом клеток SVF или изменениями пролиферативного и дифференцировочного потенциала ADSC. В этом исследовании значения ИМТ варьировали от 15,7 до 43,1 (медиана 22,7) кг/м2, а большинство пациентов (64%) имели нормальную массу тела (18,5 кг/м2≤ИМТ<25 кг/м2) (19).

При ожирении отмечается увеличение концентрации провоспалительных цитокинов в крови, таких как TNFα и IL-6 [48]. Увеличение высвобождения цитокинов ADSC приводит к активации провоспалительного процесса в соседних клетках, что препятствует адипогенезу и способствует липолизу жировых клеток. Более высокая экспрессия провоспалительных белков может оказывать влияние на выживаемость и функциональные свойства адипоцитов в донорских областях [43].

В некоторых исследованиях было показано, что абсолютный выход клеток-предшественников на грамм жировой ткани при повышении ИМТ был снижен, это можно объяснить исходным увеличением адипоцитов в размерах [49, 50]. Значительное увеличение ИМТ, особенно >30 кг/м2, отрицательно влияет на функциональные характеристики ADSC. Возможно, этим и объясняются отрицательные результаты исследований, где в качестве разделяющей границы ИМТ взято значение 25 кг/м2, которое могло оказаться слишком низким для выявления эффекта влияния ИМТ на количественные и функциональные показатели ADSC.

Тем не менее опубликованные данные свидетельствуют о возможности использования жировой ткани в качестве стабильного и богатого источника ADSC в различных возрастных группах и при различных значениях ИМТ. Для группы пациентов с повышенным ИМТ вместе с мероприятиями по снижению веса может быть актуальным обогащение трансплантатов за счет добавления ADSC.

Влияние сахарного диабета на жизнеспособность и функции ADSC

При сахарном диабете отмечается значительное снижение способности ADSC к дифференцировке и ап-регуляции генов, участвующих в воспалительных и апоптотических процессах [51]. L. Harris и соавт. сообщают о тенденции к снижению количества выделяемых ADSC у больных сахарным диабетом (n=18), которая не являлась статистически значимой [12].

В исследованиях на животных R. Ferrer-Lorente и соавт. анализировали экспрессию генов в подкожно-жировой ткани у крыс с сахарным диабетом в сравнении с контролем. В подкожно-жировой клетчатке у крыс с сахарным диабетом наблюдалось снижение активности маркеров плюрипотентности и дифференцировки, а также ангиогенного потенциала [52]. Другие исследователи также подтверждают неблагоприятное влияние сахарного диабета на функции ADSC [12, 46, 51].

В двух проведенных исследованиях было показано, что клеточный состав жировой ткани очень чувствителен к хронической гипергликемии при сахарном диабете 2-го типа, это подтверждается наличием воспалительной реакции жировой ткани. Воспалительная реакция жировой ткани характеризуется инфильтрацией воспалительными клетками, повышенной выработкой цитокинов и индуцированной системной инсулинорезистентностью [53, 54]. Было обнаружено, что избыточное потребление калорий приводит к повышенному окислительному стрессу в жировой ткани мышей, страдающих сахарным диабетом 2-го типа, и стимулирует изменения, характерные для процессов старения клеток, такие как повышение активности связанных со старением галактозидаз, экспрессия p53 и продукция провоспалительных цитокинов.

Таким образом, для выявления влияния сахарного диабета на функциональные характеристики ADSC необходимо проведение дополнительных исследований.

Влияние противоопухолевой терапии на жизнеспособность и функции ADSC

С каждым годом все больше пациентов со злокачественными новообразованиями излечиваются или длительно живут благодаря прогрессу противоопухолевой терапии. Одни пациенты со злокачественными новообразованиями области головы и шеи, молочной железы, мягких тканей после завершения радикального лечения нуждаются в проведении реконструктивных и пластических операций, другие проводят трансфер жировой ткани исходя из эстетических соображений. Поэтому изучение влияния противоопухолевой терапии на функцию адипоцитов и ADSC в этой группе заслуживает отдельного упоминания.

Исследование на мышах, проведенное S. Poglio и соавт., показало, что при тотальном облучении тела жировая ткань может подвергаться серьезным повреждениям, это приводит как к значительному уменьшению количества ADSC, так и к снижению их пролиферирующей активности [55]. Назначение иммуносупрессивной терапии, в частности антилимфоцитарной терапии алемтузумабом и такролимусом с целью деплеции лимфоцитов после тканевой трансплантации, дозозависимо снижает как жизнеспособность, так и пролиферативную активность ADSC [56]. В опытах in vitro при воздействии на ADSC человека возрастающих доз тамоксифена — селективного модулятора рецепторов эстрогена, применяемого для лечения рака молочной железы, наблюдается апоптоз, подавление пролиферации и дифференцировки ADSC в дозозависимом и времязависимом виде [57]. Однако, с другой стороны, применение W. Liang и соавт. наиболее широко используемых химиотерапевтических препаратов, таких как цисплатин, камптотецин и винкристин, не оказало значительного влияния на ADSC in vitro [58].

Проведение лучевой терапии отрицательно влияет на ADSC, несмотря на их высокую устойчивость к лучевому воздействию, что может обуславливать необходимость трансфера жировой ткани из необлученных областей [55, 59]. Перенос жировой ткани в области, подвергшиеся лучевому воздействию, осложняется тем, что в этих областях складывается неблагоприятное для выживания трансплантата микроокружение вследствие формирования условий гипоксии и наличия хронического воспаления. Кроме этого, стволовые клетки в облученной области рекрутируют миофибробластоподобные клетки, что способствует, в свою очередь, развитию фиброза [60]. Однако при трансплантации жировой ткани ADSC модулируют процессы воспаления и снижают явления фиброза, тем самым реализуя нормализующую роль в регенерации местных тканей [61—63].

При лечении гормонозависимого рака молочной железы женщины годами принимают антиэстрогены, ингибиторы ароматазы с целью снижения концентрации эстрогенов в организме для профилактики рецидивов заболевания. Учитывая, что тамоксифен оказывает негативное воздействие на ADSC, возможно временное прекращение приема указанных препаратов при проведении трансплантации жировой ткани.

Влияние выбора донорской области на жизнеспособность и функции ADSC

Поиск идеальной донорской области в целях сбора жировой ткани не прекращается. В большинстве исследований область сбора жировой ткани не повлияла на жизнеспособность и количественный выход адипоцитов и ADSC [19, 22, 64—67].

Однако в ряде исследований были получены различия в характеристиках между разными донорскими областями. A. Padoin и соавт. провели проспективное перекрестное исследование с участием 25 женщин, которым проводилась липосакция в четырех и более различных областях. Мезенхимальные стволовые клетки были извлечены из липоаспиратов и количественно проанализированы, результаты показали более высокую концентрацию клеток в образцах, полученных из нижней части живота и внутренней поверхности бедер, по сравнению с образцами, собранными из верхней части живота, трохантериальной области, области коленей и поясничной области [14]. W. Jurgens и соавт. сообщают также о значительно более высоком выходе ADSC из липоаспирата из области живота без существенных различий в способности к дифференцировке [68]. P. Geissler и соавт. сообщают о более высокой жизнеспособности адипоцитов в липоаспирате из нижней части живота по сравнению с боковыми поверхностями живота и внутренними поверхностями бедер, что характерно только для подгруппы более молодых женщин (<45 лет) [9]. A. Tsekouras и соавт. в исследовании с участием 40 женщин-доноров показали, что жировая ткань из области наружного бедра имеет значительно более высокую концентрацию клеток SVF по сравнению с любыми другими областями, такими как внутренняя поверхность бедра, область живота, поясничная область и область колена. Кроме того, области внутреннего и наружного бедра содержали значительно большее количество ADSC по сравнению с липоаспиратом из области живота, области ягодиц и области коленей [69, 70].

Тем не менее выбор донорского участка мало влияет на результаты пересадки жировой ткани [14, 67, 71—73]. Поэтому многие авторы предлагают при выборе донорской области учитывать такие факторы, как доступность и предпочтение пациента.

Заключение

Глубокое понимание индивидуальных факторов, способных повлиять на жизнеспособность и характеристики жировой ткани при ее трансплантации, возможно, поможет в будущем получить потенциальную выгоду от применяемых техник обогащения жировой ткани отдельно для каждого пациента. Однако большое разнообразие техник выделения адипоцитов, способов изучения характеристик клеток жировой ткани, многообразие индивидуальных факторов пациента, индивидуальные предпочтения в выборе учеными исследовательских инструментов затрудняют проведение качественных исследований в этой области.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Литература / References:

  1. Yoshimura K, Suga H, Eto H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 2009;4(2):265-273.  https://doi.org/10.2217/17460751.4.2.265
  2. Weisberg SP, McCann D, Desai M, Rosenbaum M, Leibel RL, Ferrante AW. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J Clin Invest. 2003;112(12):1796-1808. https://doi.org/10.1172/JCI200319246
  3. Xu H, Barnes GT, Yang Q, et al. Chronic inflammation in fat plays a crucial role in the development of obesity-related insulin resistance. J Clin Invest. 2003;112(12):1821-1830. https://doi.org/10.1172/JCI200319451
  4. Орлова Ю.М., Устюгов А.Ю., Зорина А.И., Зорин В.Л., Поспелов А.Л. Клеточные препараты из жировой ткани. Пластическая хирургия и эстетическая медицина. 2019;3:62-69.  https://doi.org/10.17116/plast.hirurgia201903162
  5. Silina EV, Manturova NE, Litvitskiy PF, Stupin VA. Comparative analysis of the effectiveness of some biological injected wound healing stimulators and criteria for its evaluation. Drug Des Devel Ther. 2020;14:4869-4883. https://doi.org/10.2147/DDDT.S277047
  6. Silina E, Manturova N, Stupin V. Mesenchymal stem cells application in wound tissue healing in old animals. Stem Cells Cloning Adv Appl. 2020; 13:103-116.  https://doi.org/10.2147/SCCAA.S267967
  7. Laloze J, Varin A, Gilhodes J, et al. Cell-Assisted Lipotransfer: Friend or Foe in Fat Grafting? Systematic Review and Meta-Analysis. 2018;12(2):1237-1250. First published: 18 July 2017. https://doi.org/10.1002/term.2524
  8. Strong AL, Cederna PS, Rubin JP, Coleman SR, Levi B. The Current state of fat grafting: A review of harvesting, processing, and injection techniques. Plast Reconstr Surg. 2015;136(4):897-912.  https://doi.org/10.1097/PRS.0000000000001590
  9. Geissler PJ, Davis K, Roostaeian J, Unger J, Huang J, Rohrich RJ. Improving fat transfer viability: The role of aging, body mass index, and harvest site. Plast Reconstr Surg. 2014;134(2):227-232.  https://doi.org/10.1097/PRS.0000000000000398
  10. Aust L, Devlin B, Foster SJ, et al. Yield of human adipose-derived adult stem cells from liposuction aspirates. Cytotherapy. 2004;6(1):7-14.  https://doi.org/10.1080/14653240310004539
  11. Faustini M, Bucco M, Chlapanidas T, et al. Nonexpanded mesenchymal stem cells for regenerative medicine: Yield in stromal vascular fraction from adipose tissues. Tissue Eng Part C Methods. 2010;16(6):1515-1521. https://doi.org/10.1089/ten.tec.2010.0214
  12. Harris LJ, Zhang P, Abdollahi H, et al. Availability of adipose-derived stem cells in patients undergoing vascular surgical procedures. J Surg Res. 2010; 163(2):105-112.  https://doi.org/10.1016/j.jss.2010.04.025
  13. Mojallal A, Lequeux C, Shipkov C, et al. Influence of age and body mass index on the yield and proliferation capacity of Adipose-derived stem cells. Aesthetic Plast Surg. 2011;35(6):1097-1105. https://doi.org/10.1007/s00266-011-9743-7
  14. Padoin AV, Braga-Silva J, Martins P, et al. Sources of processed lipoaspirate cells: Influence of donor site on cell concentration. Plast Reconstr Surg. 2008;122(2):614-618.  https://doi.org/10.1097/PRS.0b013e31817d5476
  15. Schipper BM, Marra KG, Zhang W, Donnenberg AD, Rubin JP. Regional anatomic and age effects on cell function of human adipose-derived stem cells. Ann Plast Surg. 2008;60(5):538-544.  https://doi.org/10.1097/SAP.0b013e3181723bbe
  16. Van Harmelen V, Skurk T, Röhrig K, et al. Effect of BMI and age on adipose tissue cellularity and differentiation capacity in women. Int J Obes. 2003;27(8):889-895.  https://doi.org/10.1038/sj.ijo.0802314
  17. Yoshimura K, Shigeura T, Matsumoto D, et al. Characterization of freshly isolated and cultured cells derived from the fatty and fluid portions of liposuction aspirates. J Cell Physiol. 2006;208(1):64-76.  https://doi.org/10.1002/jcp.20636
  18. Yu G, Wu X, Dietrich MA, et al. Yield and characterization of subcutaneous human adipose-derived stem cells by flow cytometric and adipogenic mRNA analyzes. Cytotherapy. 2010;12(4):538-546.  https://doi.org/10.3109/14653241003649528
  19. Kawagishi-Hotta M, Hasegawa S, Igarashi T, et al. Enhancement of individual differences in proliferation and differentiation potentials of aged human adipose-derived stem cells. Regen Ther. 2017;6:29-40.  https://doi.org/10.1016/j.reth.2016.12.004
  20. Alt EU, Senst C, Murthy SN, et al. Aging alters tissue resident mesenchymal stem cell properties. Stem Cell Res. 2012;8(2):215-225.  https://doi.org/10.1016/j.scr.2011.11.002
  21. Madonna R, Renna FV, Cellini C, et al. Age-dependent impairment of number and angiogenic potential of adipose tissue-derived progenitor cells. Eur J Clin Invest. 2011;41(2):126-133.  https://doi.org/10.1111/j.1365-2362.2010.02384.x
  22. Choudhery MS, Badowski M, Muise A, Pierce J, Harris DT. Donor age negatively impacts adipose tissue-derived mesenchymal stem cell expansion and differentiation. J Transl Med. 2014;12(1):1-14.  https://doi.org/10.1186/1479-5876-12-8
  23. Hauner H, Entenmann G, Wabitsch M, et al. Promoting effect of glucocorticoids on the differentiation of human adipocyte precursor cells cultured in a chemically defined medium. J Clin Invest. 1989;84(5):1663-1670. https://doi.org/10.1172/JCI114345
  24. Girolamo L De, Lopa S, Arrigoni E, Sartori MF, Baruffaldi Preis FW, Brini AT. Human adipose-derived stem cells isolated from young and elderly women: Their differentiation potential and scaffold interaction during in vitro osteoblastic differentiation. Cytotherapy. 2009;11(6):793-803.  https://doi.org/10.3109/14653240903079393
  25. Zhu M, Kohan E, Bradley J, Hedrick M, Benhaim P, Zuk P. The effect of age on osteogenic, adipogenic and proliferative potential of female adipose-derived stem cells. J Tissue Eng Regen Med. 2009;3(4):290-301.  https://doi.org/10.1002/term.165
  26. Erickson GR, Gimble JM, Franklin DM, Rice HE, Awad H, Guilak F. Chondrogenic potential of adipose tissue-derived stromal cells in vitro and in vivo. Biochem Biophys Res Commun. 2002;290(2):763-769.  https://doi.org/10.1006/bbrc.2001.6270
  27. Deslex S, Negrel R, Ailhaud G. Development of a chemically defined serum-free medium for differentiation of rat adipose precursor cells. Exp Cell Res. 1987;168(1):15-30.  https://doi.org/10.1016/0014-4827(87)90412-5
  28. Djian P, Roncari DAK, Hollenberg CH. Influence of anatomic site and age on the replication and differentiation of rat adipocyte precursors in culture. J Clin Invest. 1983;72(4):1200-1208. https://doi.org/10.1172/JCI111075
  29. Sharpless NE, DePinho RA. How stem cells age and why this makes us grow old. Nat Rev Mol Cell Biol. 2007;8(9):703-713.  https://doi.org/10.1038/nrm2241
  30. Pandey AC, Semon JA, Kaushal D, et al. MicroRNA profiling reveals age-dependent differential expression of nuclear factor B and mitogen-activated protein kinase in adipose and bone marrow-derived human mesenchymal stem cells. Stem Cell Res Ther. 2011;2(6):1-18.  https://doi.org/10.1186/scrt90
  31. Zhao Y, Waldman SD, Flynn LE. The effect of serial passaging on the proliferation and differentiation of bovine adipose-derived stem cells. Cells Tissues Organs. 2012;195(5):414-427.  https://doi.org/10.1159/000329254
  32. Kornicka K, Marycz K, Tomaszewski KA, Marędziak M, Smieszek A. The Effect of Age on Osteogenic and Adipogenic Differentiation Potential of Human Adipose Derived Stromal Stem Cells (hASCs) and the Impact of Stress Factors in the Course of the Differentiation Process. Oxid Med Cell Longev. 2015;2015. https://doi.org/10.1155/2015/309169
  33. Van Harmelen V, Röhrig K, Hauner H. Comparison of Proliferation and Differentiation Capacity of Human Adipocyte Precursor Cells from the Omental and Subcutaneous Adipose Tissue Depot of Obese Subjects. Metabolism. 2004;53(5):632-637.  https://doi.org/10.1016/j.metabol.2003.11.012
  34. Aksu AE, Rubin JP, Dudas JR, Marra KG. Role of gender and anatomical region on induction of osteogenic differentiation of human adipose-derived stem cells. Ann Plast Surg. 2008;60(3):306-322.  https://doi.org/10.1097/SAP.0b013e3180621ff0
  35. Rodriguez-Cuenca S, Monjo M, Proenza AM, Roca P. Depot differences in steroid receptor expression in adipose tissue: Possible role of the local steroid milieu. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2005;288(1):200-207.  https://doi.org/10.1152/ajpendo.00270.2004
  36. Brown LM, Gent L, Davis K, Clegg DJ. Metabolic impact of sex hormones on obesity. Brain Res. 2010;1350:77-85.  https://doi.org/10.1016/j.brainres.2010.04.056
  37. Luo S, Hao L, Li X, et al. Adipose tissue-derived stem cells treated with estradiol enhance survival of autologous fat transplants. Tohoku J Exp Med. 2013;231(2):101-110.  https://doi.org/10.1620/tjem.231.101
  38. Zhou J, Lu P, Ren H, et al. 17Β-Estradiol Protects Human Eyelid-Derived Adipose Stem Cells Against Cytotoxicity and Increases Transplanted Cell Survival in Spinal Cord Injury. J Cell Mol Med. 2014;18(2):326-343.  https://doi.org/10.1111/jcmm.12191
  39. Bills JD, Derderian C, Barker J, Lowe A, Lavery LA, Davis KE. The role of estrogen in the modulation of autologous fat graft outcomes. Plast Reconstr Surg. 2015;135(1):103e-113e. https://doi.org/10.1097/PRS.0000000000000792
  40. Frazier TP, Gimble JM, Devay JW, Tucker HA, Chiu ES, Rowan BG. Body mass index affects proliferation and osteogenic differentiation of human subcutaneous adipose tissue-derived stem cells. BMC Cell Biol. 2013;14:34.  https://doi.org/10.1186/1471-2121-14-34
  41. Isakson P, Hammarstedt A, Gustafson B, Smith U. Impaired preadipocyte differentiation in human abdominal obesity: Role of Wnt, tumor necrosis factor-α, and inflammation. Diabetes. 2009;58(7):1550-1557. https://doi.org/10.2337/db08-1770
  42. Pérez LM, Bernal A, San Martín N, Gálvez BG. Obese-derived ASCs show impaired migration and angiogenesis properties. Arch Physiol Biochem. 2013; 119(5):195-201.  https://doi.org/10.3109/13813455.2013.784339
  43. Pérez LM, Bernal A, De Lucas B, et al. Altered metabolic and stemness capacity of adipose tissue-derived stem cells from obese mouse and human. PLoS One. 2015;10(4):1-22.  https://doi.org/10.1371/journal.pone.0123397
  44. Roldan M, Macias‐Gonzalez M, Garcia R, Tinahones FJ, Martin M. Obesity short‐circuits stemness gene network in human adipose multipotent stem cells. FASEB J. 2011;25(12):4111-4126. https://doi.org/10.1096/fj.10-171439
  45. Ding DC, Chou HL, Hung WT, Liu HW, Chu TY. Human adipose-derived stem cells cultured in keratinocyte serum free medium: Donor’s age does not affect the proliferation and differentiation capacities. J Biomed Sci. 2013; 20(1):1-11.  https://doi.org/10.1186/1423-0127-20-59
  46. Jung JA, Kim YW, Cheon YW, Kang SR. Effects of the diabetic condition on grafted fat survival: An experimental study using streptozotocin-induced diabetic rats. Arch Plast Surg. 2014;41(3):241-247.  https://doi.org/10.5999/aps.2014.41.3.241
  47. West CC, Hardy WR, Murray IR, et al. Prospective purification of perivascular presumptive mesenchymal stem cells from human adipose tissue: Process optimization and cell population metrics across a large cohort of diverse demographics. Stem Cell Res Ther. 2016;7(1):1-12.  https://doi.org/10.1186/s13287-016-0302-7
  48. Morin CL, Pagliassotti MJ, Windmiller D, Eckel RH. Adipose tissue-derived tumor necrosis factor-α activity is elevated in older rats. Journals Gerontol Ser A Biol Sci Med Sci. 1997;52(4):190-195.  https://doi.org/10.1093/gerona/52A.4.B190
  49. Faust IM, Johnson PR, Stern JS, Hirsch J. Diet-induced adipocyte number increase in adult rats: A new model of obesity. Am J Physiol Endocrinol Metab Gastrointest Physiol. 1978;235(3):279-286.  https://doi.org/10.1152/ajpendo.1978.235.3.e279
  50. Hirsch J, Batchelor B. Adipose tissue cellularity in human obesity. Clin Endocrinol Metab. 1976;5(2):299-311.  https://doi.org/10.1016/S0300-595X(76)80023-0
  51. Van Tienen FHJ, Van Der Kallen CJH, Lindsey PJ, Wanders RJ, Van Greevenbroek MM, Smeets HJM. Preadipocytes of type 2 diabetes subjects display an intrinsic gene expression profile of decreased differentiation capacity. Int J Obes. 2011;35(9):1154-1164. https://doi.org/10.1038/ijo.2010.275
  52. Ferrer-Lorente R, Bejar MT, Tous M, Vilahur G, Badimon L. Systems biology approach to identify alterations in the stem cell reservoir of subcutaneous adipose tissue in a rat model of diabetes: Effects on differentiation potential and function. Diabetologia. 2014;57(1):246-256.  https://doi.org/10.1007/s00125-013-3081-z
  53. Minamino T, Orimo M, Shimizu I, et al. A crucial role for adipose tissue p53 in the regulation of insulin resistance. Nat Med. 2009;15(9):1082-1087. https://doi.org/10.1038/nm.2014
  54. Shimizu I, Yoshida Y, Suda M, Minamino T. DNA damage response and metabolic disease. Cell Metab. 2014;20(6):967-977.  https://doi.org/10.1016/j.cmet.2014.10.008
  55. Poglio S, Galvani S, Bour S, et al. Adipose tissue sensitivity to radiation exposure. Am J Pathol. 2009;174(1):44-53.  https://doi.org/10.2353/ajpath.2009.080505
  56. Tsuji W, Schnider JT, McLaughlin MM, et al. Effects of immunosuppressive drugs influence on viability and susceptibility of adipose and bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Front Immunol. 2015;6(MAR):1-8.  https://doi.org/10.3389/fimmu.2015.00131
  57. Pike S, Zhang P, Wei Z, et al. In vitro effects of tamoxifen on adipose-derived stem cells. Wound Repair Regen. 2015;23(5):728-736.  https://doi.org/10.1111/wrr.12322
  58. Liang W, Xia H, Li J, Zhao RC. Human adipose tissue derived mesenchymal stem cells are resistant to several chemotherapeutic agents. Cytotechnology. 2011;63(5):523-530.  https://doi.org/10.1007/s10616-011-9374-5
  59. Shukla L, Morrison WA, Shayan R. Adipose-Derived Stem Cells in Radiotherapy Injury: A New Frontier. Front Surg. 2015;2(January):10-13.  https://doi.org/10.3389/fsurg.2015.00001
  60. Eto H, Kato H, Suga H, et al. The fate of adipocytes after nonvascularized fat grafting: Evidence of early death and replacement of adipocytes. Plast Reconstr Surg. 2012;129(5):1081-1092. https://doi.org/10.1097/PRS.0b013e31824a2b19
  61. Panettiere P, Marchetti L, Accorsi D. The serial free fat transfer in irradiated prosthetic breast reconstructions. Aesthetic Plast Surg. 2009;33(5):695-700.  https://doi.org/10.1007/s00266-009-9366-4
  62. Rigotti G, Marchi A, Galiè M, et al. Clinical treatment of radiotherapy tissue damage by lipoaspirate transplant: A healing process mediated by adipose-derived adult stem cells. Plast Reconstr Surg. 2007;119(5):1409-1422. https://doi.org/10.1097/01.prs.0000256047.47909.71
  63. Cushman M, Costantino JP, Bovill EG, et al. Effect of tamoxifen on venous thrombosis risk factors in women without cancer: The Breast Cancer Prevention Trial. Br J Haematol. 2003;120(1):109-116.  https://doi.org/10.1046/j.1365-2141.2003.03976.x
  64. Durán H, Cárdenas-Camarena L, Bayter-Marin JE, Ramos-Gallardo G, Robles-Cervantes JA. Microscopic and Macroscopic Fat Embolism: Solving the Puzzle with Case Reports. Plast Reconstr Surg. 2018;142(4):569-577.  https://doi.org/10.1097/PRS.0000000000004810
  65. Small K, Choi M, Petruolo O, Lee C, Karp N. Is there an ideal donor site of fat for secondary breast reconstruction? Aesthetic Surg J. 2014;34(4):545-550.  https://doi.org/10.1177/1090820X14526751
  66. Lim AA, Fan K, Allam KA, et al. Autologous fat transplantation in the craniofacial patient: The UCLA experience. J Craniofac Surg. 2012;23(4):1061-1066. https://doi.org/10.1097/SCS.0b013e31824e695b
  67. Li K, Gao J, Zhang Z, et al. Selection of donor site for fat grafting and cell isolation. Aesthetic Plast Surg. 2013;37(1):153-158.  https://doi.org/10.1007/s00266-012-9991-1
  68. Jurgens WJFM, Oedayrajsingh-Varma MJ, Helder MN, et al. Effect of tissue-harvesting site on yield of stem cells derived from adipose tissue: Implications for cell-based therapies. Cell Tissue Res. 2008;332(3):415-426.  https://doi.org/10.1007/s00441-007-0555-7
  69. Tsekouras A, Mantas D, Tsilimigras DI, Moris D, Kontos M, Zografos GC. Comparison of the viability and yield of adipose-derived stem cells (ASCs) from different donor areas. In Vivo (Brooklyn). 2017;31(6):1229-1234. https://doi.org/10.21873/invivo.11196
  70. Travnickova M, Pajorova J, Zarubova J, Krocilova N, Molitor M, Bacakova L. The Influence of Negative Pressure and of the Harvesting Site on the Characteristics of Human Adipose Tissue-Derived Stromal Cells from Lipoaspirates. Stem Cells Int. 2020;2020:1016231. https://doi.org/10.1155/2020/1016231
  71. Karastergiou K, Fried SK, Xie H, et al. Distinct developmental signatures of human abdominal and gluteal subcutaneous adipose tissue depots. J Clin Endocrinol Metab. 2013;98(1):362-371.  https://doi.org/10.1210/jc.2012-2953
  72. Rohrich RJ, Sorokin ES, Brown SA. In search of improved fat transfer viability: A quantitative analysis of the role of centrifugation and harvest site. Plast Reconstr Surg. 2004;113(1):391-395.  https://doi.org/10.1097/01.PRS.0000097293.56504.00
  73. Ullmann Y, Shoshani O, Fodor A, et al. Searching for the favorable donor site for fat injection: In vivo study using the nude mice model. Dermatologic Surg. 2005;31(10):1304-1307. https://doi.org/10.1097/00042728-200510000-00007

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.