За прошедшие годы методика имплантации доказала свою эффективность при соблюдении необходимых условий и правильном проведении лечебных мероприятий [2]. Современные тенденции дентальной имплантации состоят в минимизации хирургической травмы, достижении высокого косметического результата и укорочении сроков реабилитации пациентов [9, 15]. Именно по этим причинам сейчас широко практикуются методики одномоментной установки имплантатов при удалении зубов, немедленной их нагрузки, а также предложена методика «бескровной» установки имплантатов, не требующая наложения швов на операционную рану [10, 17].

Тем не менее традиционная методика установки имплантатов, предусматривающая двухэтапный хирургический протокол, пока еще себя не изжила, и проблема минимизации хирургической травмы при постановке формирователей десны актуальна не менее, чем сама операция имплантации как в эстетическом плане, так и в функциональном.

Для минимизации травмы многими авторами предложены разные методики проведения 2-го этапа имплантации, начиная с применения специальных десневых перфораторов - мукотомов [5, 8] и заканчивая использованием хирургических лазеров разных типов [6, 14, 16]. Один из важных аспектов применения лазеров в стоматологии - их выраженные антимикробный и противовоспалительный эффекты [3]. Этому вопросу посвящено большое количество статей [12, 13]. Хотя не до конца понятен фундаментальный механизм антибактериального эффекта лазерного изучения [1], общепризнано, что термическое воздействие лазерного излучения на бактериальные клетки губительно для них. Поэтому лазеры, действие которых основано на нагреве, могут рассматриваться в качестве инструмента стерилизации.

Чувствительность микроорганизмов к тепловому воздействию зависит от многих факторов: вида микроорганизмов и их формы (вегетативная или спорулированная); длительности лазерного воздействия и его мощности; количества микроорганизмов перед воздействием; температуры воздействия; среды, в которой находятся микроогранизмы. Например, Escherichia coli in vitro погибают уже при 70 °C [11]. Но объяснить эффект стерилизации при значительно более низких температурах (33-35 °C) пока не представляется возможным. Предположительно, это связано с ионным воздействием [4].

Поддержание чистоты раны в процессе операции минимизирует вероятность послеоперационных осложнений, к числу которых в имплантологии относятся мукозит и периимплантит. Следствием периимплантита в конечном счете может стать дезинтеграция имплантата с последующим его удалением. Лечить периимплантит достаточно сложно, несмотря на множество предложенных способов. Самым главным этиологическим фактором возникновения мукозита и периимплантита является бактериальный. Микробиологические исследования показывают, что флора, высеваемая из очагов периимплантита, практически полностью соответствует таковой при хроническом пародонтите и его агрессивных формах.

В настоящее время отечественной хирургической стоматологией недостаточно изучено применение лазеров разных типов на 2-м этапе имплантации. В частности, нет объективных данных о том, лазер какого типа предпочтителен для этого вмешательства с точки зрения микробиологической обсемененности операционной раны.

Цель исследования - изучение динамики количества микрофлоры в целом и количества пародонтопатогенной микрофлоры в ране (Aggregatibacter actinomycetem comitans, Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythensis, Treponema denticola) при использовании скальпеля, Er:YAG- и CO2-лазеров на 2-м этапе имплантации.

В соответствии с критериями включения в клиническое исследование обследованы 25 пациентов в возрасте от 18 до 65 лет с основным диагнозом «частичная адентия» (К08.1 по МКБ-10). Пациентам согласно плану ортопедического лечения были установлены внутрикостные дентальные имплантаты разных производителей. По прошествии 3-6 мес (в зависимости от челюсти, на которой проводилась имплантация) пациентам в рамках исследования устанавливали формирователи десны с различными способами раскрытия имплантатов. Пациенты составили три группы: в 1-й (контроль; n=9) использовали скальпель, во 2-й (n=8) - CO2-лазер и в 3-й (n=8) - Er:YAG-лазер.

Перед проведением операции установки формирователей десны, пациентам, участвовавшим в исследовании, проводили антисептическую обработку полости рта 0,05% раствором хлоргексидина и затем выполняли анестезию раствором анестетика артикаинового ряда.

У пациентов контрольной группы операция установки формирователей десны проводилась по традиционной методике - с использованием скальпеля, в связи с чем делали линейный разрез над имплантатом. Далее с помощью серповидной гладилки производилась отслойка мягких тканей десны вокруг имплантата с его визуализацией. С помощью специальной отвертки из имплантата вывинчивали заглушки, после чего устанавливался формирователь десны. По необходимости на рану накладывали узловые швы нитью Vicryl.

У пациентов 2-й группы установка формирователей десны производилась с помощью CO2-лазера. После проведения анестезии и определения локализации имплантата с помощью зонда выполняли лазерную резекцию мягких тканей над имплантатом. При использовании лазера этого типа операция производится по бесконтактной методике с расстояния около 1-2 мм над оперируемой поверхностью. Именно на таком расстоянии происходит максимальная фокусировка луча. Мощность излучения составляла 3 Вт, что по данным литературы, оптимально для таких операций [7]. После полной визуализации заглушки она вывинчивалась и устанавливался формирователь десны.

У пациентов 3-й группы операция установки формирователей десны производилась с помощью Er:YAG-лазера. Антисептическую обработку, анестезию и уточнение локализации имплантата выполняли вышеописанным образом. Лазерную резекцию тканей осуществляли по контактной методике, погружая в мягкие ткани острие сапфирового стрежня. Параметры лазера: 10 PPS, 400 мДж. Затем удаляли заглушку и устанавливали формирователь десны. В послеоперационном периоде пациентам антисептики не назначали, гигиена полости рта сводилась к чистке зубов 2 раза в день.

Микробиологический материал для исследования брали в 5 этапов: до операции, непосредственно после операции и на 3-и, 7-е и 14-е сутки послеоперационного периода. Для этих целей использовались стерильные одноразовые зонды с мягким ворсом типа цитощетки.

Перед операцией микробиологический материал для исследования брали с помощью цитощетки непосредственно с неповрежденной слизистой оболочки методом соскоба. В послеоперационном периоде материалом служило содержимое раневой поверхности вокруг раскрытых имплантатов, полученное при внедрении цитощетки в рану на 10 с. После этого инструмент извлекался и немедленно помещался в 0,5 мл консервирующего раствора «Транспортная среда с муколитиком». Материал доставляли в лабораторию в сроки не более 4 ч после изъятия.

В научной лаборатории ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора ДНК маркерных пародонтопатогенов T. forsythensis, T. denticola, A. actinomycetem comitans и P. gingivalis выделяли с помощью реагентов РИБО-преп в соответствии с официальной инструкцией. Амплификацию специфических участков ДНК перечисленных патогенов проводили в приборе для амплификации и детекции в режиме реального времени Rotor-Gene Q («Qiagen», Германия). Полученные данные заносили в таблицу по каждому из пациентов для дальнейшей обработки.

При анализе микробной обсемененности операционной зоны представителями пародонтопатогенной флоры до операции установлено, что большинство ее видов находилось на уровне обсемененности слизистой оболочки десны в пределах от 1,2 до 3,0 lg. Суммарное количество всей микрофлоры составляло 5,0-6,2 lg.

Анализ материала, взятого сразу после операции, достоверно показывает снижение уровня обсемененности операционной зоны как пародонтопатогенной флорой, так и флорой в целом. Это наблюдалось у пациентов всех 3 групп и не зависело от метода проведения операции, что скорее всего свидетельствует об антисептической эффективности 0,05% раствора хлоргексидина, применяемого перед хирургическим вмешательством. В противном случае снижения количества микрофлоры у пациентов контрольной группы не происходило бы, так как скальпель не может обладать антисептической активностью.

Далее, к 3-м суткам послеоперационного периода, у пациентов всех 3 групп уровень микрофлоры вернулся к предоперационному значению. В дальнейшем, на 7-е и 14-е сутки, количество микрофлоры не претерпело значительных изменений (см. таблицу и рисунок).

Это может иметь несколько причин.

Во-первых, операционные вмешательства, которые проводятся в полости рта, являются условно чистыми.

В полости рта находится больше различных видов бактерий, чем в остальных отделах желудочно-кишечного тракта, - по данным разных авторов, - от 160 до 300 видов. Провести полную антисептическую обработку полости рта перед операцией даже с помощью антисептиков не представляется возможным. Можно лишь снизить общий уровень обсемененности операционного поля, что и было показано результатами диагностики с помощью полимеразной цепной реакции.

Во время операции независимо от метода ее проведения в раневую поверхность так или иначе попадает слюна и десневая жидкость, приносящие с собой микрофлору полости рта.

Во-вторых, при данной операции не предусмотрено наложения защитных пародонтальных повязок, которые бы препятствовали проникновению флоры в рану в послеоперационном периоде. Поэтому транзиторные микроорганизмы, попадающие в полость рта с воздухом, водой и пищей, и представители резидентной флоры быстро и беспрепятственно обсеменяют раневую поверхность.

В-третьих, резидентная микрофлора образует довольно сложную и постоянно стремящуюся к стабильности экосистему ротовой полости. Возвращение уровня общей микрофлоры на 3-и сутки к исходным значениям (без дальнейших существенных изменений вплоть до 2 нед послеоперационного периода) лишний раз подтверждает это.

Несмотря на данные литературы, свидетельствующие об антибактериальном эффекте лазерного излучения, в данном исследовании этот факт не нашел подтверждения.

Некоторые авторы изучали свойства лазеров in vitro (Hibst и соавт., [11]), другие исследовали нехирургические лазеры (И.А. Зуева, [3]), третьи анализировали антибактериальную эффективность лазеров в корневом канале (J. Silvana, 2001) или проводили принципиально иные операции, такие как иссечение доброкачественных новообразований полости рта. Данный тип операций подразумевает создание на раневой поверхности в режиме лазерной абляции защитного карбонизированного слоя, препятствующего проникновению инфекции на раневую поверхность (С.С. Абакарова, 2010).

Таким образом, применение Er:YAG- и CO2-лазеров для раскрытия дентальных имплантатов на 2-м этапе имплантации в микробиологическом аспекте не имеет существенных преимуществ перед традиционной методикой, предусматривающей использование скальпеля. Но, несмотря на результаты исследования, было бы несправедливым утверждать, что лазеры для данной операции совершенно бесполезны; например, в некоторых случаях с помощью лазера можно добиться более эстетичного контура мягких тканей при протезировании на имплантатах.