Кнарян В.А.

Институт биохимии им. Г.Х. Бунятяна Национальной академии наук Республики Армения

Саруханян Ф.П.

Институт биохимии им. Г.Х. Бунятяна Национальной академии наук Республики Армения

Ca2+-регулируемые ферменты кальпаин и кальцинейрин в процессах нейродегенерации и перспективы нейропротективной фармакотерапии

Авторы:

Кнарян В.А., Саруханян Ф.П.

Подробнее об авторах

Прочитано: 3183 раза


Как цитировать:

Кнарян В.А., Саруханян Ф.П. Ca2+-регулируемые ферменты кальпаин и кальцинейрин в процессах нейродегенерации и перспективы нейропротективной фармакотерапии. Журнал неврологии и психиатрии им. С.С. Корсакова. 2023;123(7):32‑40.
Knaryan VH, Sarukhanyan FP. Ca2+-regulated enzymes calpain and calcineurin in neurodegenerative processes and prospects for neuroprotective pharmacotherapy. S.S. Korsakov Journal of Neurology and Psychiatry. 2023;123(7):32‑40. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/jnevro202312307132

Рекомендуем статьи по данной теме:
Па­то­мор­фоз бо­лез­ни Пар­кин­со­на на фо­не сти­му­ля­ции суб­та­ла­ми­чес­ко­го яд­ра. Жур­нал нев­ро­ло­гии и пси­хи­ат­рии им. С.С. Кор­са­ко­ва. 2025;(2):21-27
Ней­ро­вос­па­ли­тель­ные и ней­ро­де­ге­не­ра­тив­ные ас­пек­ты бо­лез­ни Пар­кин­со­на. Жур­нал нев­ро­ло­гии и пси­хи­ат­рии им. С.С. Кор­са­ко­ва. 2025;(3):102-111
Расстройства ши­зоф­ре­ни­чес­ко­го спек­тра и бо­лезнь Пар­кин­со­на. Жур­нал нев­ро­ло­гии и пси­хи­ат­рии им. С.С. Кор­са­ко­ва. 2025;(3):136-141
Твор­чес­тво и кре­атив­ность при бо­лез­ни Пар­кин­со­на: за­га­доч­ные эф­фек­ты до­фа­ми­на. Жур­нал нев­ро­ло­гии и пси­хи­ат­рии им. С.С. Кор­са­ко­ва. 2025;(4):13-20

Кальпаин и его роль в процессах нейродегенерации

Кальпаины (ЕС 3.4.22.17) относятся к семейству цитозольных Ca2+-активируемых внутриклеточных цистеиновых протеаз [1, 2]. У млекопитающих идентифицированы тканеспецифичные (n-кальпаины) и универсальные кальпаины, из которых наиболее хорошо изучены и охарактеризованы две изоформы — микро-кальпаин (µ- или кальпаин 1, CAPN1) и милли-кальпаин (m- или кальпаин 2, CAPN2), которые активируются при низких (2—80 µM) и высоких (0,2—0,8 мМ) концентрациях внутриклеточного кальция (вк[Ca2+]) соответственно. Активный кальпаин вовлекается в клеточные сигнальные механизмы, строго регулируемые вк[Ca2+]. Каждая молекула µ- и m-кальпаина состоит из каталитической (80 кДа) и регуляторной (30 кДа) субъединицы, C-концы которых представлены кальмодулинподобными Ca2+-связывающими доменами. В процессе активации кальпаина происходит его связывание с мембранами, которое обеспечивает глицинсодержащий N-концевой домен регуляторной субъединицы. При относительно низких концентрациях вк[Ca2+] (50—100 нМ) кальпаин содержится в цитозоле в виде профермента, который с повышением in vivo уровня свободного Ca2+ диссоциируется на активные субъединицы (78 кДа, 18 кДа), имеющие облегченный доступ к своим цитозольным и мембранно-ассоциированным субстратам [3].

В физиологических условиях кальпаин осуществляет ограниченный протеолиз белков, что приводит к модификации и изменению биологической активности субстратов. Этим объясняется биомодулирующая роль кальпаина в процессах клеточной миграции, ремоделировании и сохранении структурной целостности цитоскелета, дифференциации клеток [3]. В некоторых случаях субстратные белки полностью разлагаются под действием кальпаина. Путем протеолиза внутриклеточных субстратов, включая рецепторы, киназы, фосфатазы, белки синаптосом, кальпаин вовлекается в сигнальные пути нейрохимических процессов, регулируя синтез, высвобождение и обратный захват нейротрансмиттеров [4].

Патогенетическая роль кальпаина установлена при заболеваниях нервной системы, таких как ишемическая болезнь мозга [5], травмы головного [6, 7] и спинного мозга [8, 9], нейродегенеративные заболевания, включая болезни Альцгеймера (БА), Паркинсона (БП) и Гентингтона (БГ) [10, 11], боковой амиотрофический склероз (БАС), демиелинизирующие заболевания [12—14], экспериментальный оптический неврит [15], катаракта [16], спиноцеребеллярная атаксия 17-го типа [17]. Субстраты кальпаина, участвующие в процессах нейродегенерации, приведены в табл. 1.

Таблица 1. Ключевые субстраты кальпаина при нейродегенерации

Субстрат кальпаина

Нейродегенерация

Источник

Ca2+ сигнальные белки

Кальпастатин; Cain/cabin1; CaMKIIα; CaMKIV; CaN; IP3R, кальциевый канал L-типа; PKC; SERCA

ИМ, БА, РС

[11], [13], [18]

Белки цитоскелета

белки микрофиламентов — актин, альфа-спектрин (fodrin); белки нейрофиламентов — NFH, NFM, NFL;

белки микротрубочек — тубулин (α, β), MAP, MAP1, MAP2, tau-протеин

ИМ, БА, БП, БГ, БАС, РС, ТПМ, прионовая энцефалопатия

[11], [19]

Белки, связанные с запрограммированной гибелю клеток

AIF; Bax; Bcl-xL; Bid; каспазы-3, 7, 8, 9, 12, 14

ИМ, БА, БП

[11]

Белки миелина

MBP, миелин-ассоциированный гликопротеин, NFP

РС

[11], [13]

Факторы транскрипции

p53, c-Fos, c-Jun, β-катенин, Sp3, Sp4

ИМ, БА, БП, БГ, БАС

[11], [19]

Синаптические белки

динамин 1, GAP-43

БА, ИМ, ТПМ

[11]

Цитозольные ферменты

GSK-3β, IP3 kinase B, nNOS, p35/p39, PLCβ, PKA, тирозингидроксилаза

ИМ, БА, БП, БГ, БАС

[11]

Рецепторные белки

GluR1, mGluR1α, NMDA NR2A, NMDA NR2B, рианодиновый рецептор

ИМ

[11]

a-синуклеин

ИМ, БА, БП

[20]

NCAM

БА

[19]

APP

БА

[11]

IkBa

БА, БП, БГ

[19]

Примечание. CaMKIIα — Ca2+/кальмодулинзависимая протеинкиназа IIα; CaMKIV — Ca2+/кальмодулинзависимая протеинкиназа IV; CaN — кальцинейрин A; IP3R — инозитол (1,4,5)-трифосфатный рецептор; PKC — протеинкиназа C; SERCA — кальциевая АТФаза сарко/эндоплазматического ретикулума; белки, MAP, MAP1, MAP2 — ассоциированные с микротрубочками белки; AIF — апоптозиндуцирующий фактор; MBP — основной белок миелина; NFP — аксональный нейрофибриллярный белок; GSK-3β — гликогенсинтаза киназа 3β; IP3 Kinase B — инозитол-1,4,5-трифосфаткиназа B; nNOS — нейрональная синтаза оксида азота; PLCβ — фосфолипаза Cβ), PKA — протеинкиназа A; GluR1 — рецептор глутамата 1; mGluR1α — метаботропный рецептор глутамата 1α;, NMDA NR2A и NMDA NR2B — субъединицы NR2A рецепторов N-метил-D-аспартата; NCAM — адгезивная молекула нервных клеток; APP — амилоидный прекурсор протеин; IkBα — ядерный фактор энхансера гена легкого полипептида каппа в ингибиторе B-клеток, альфа; РС — рассеянный склероз; ТПМ — травматическое повреждение мозга.

Протеолиз внутриклеточных субстратов под действием активного кальпаина приводит к нарушению структурной целостности и функциональной активности нейронов. Особо следует отметить прототипический субстрат кальпаина альфа-спектрин, расщепление и образование продуктов распада которого рассматривают в качестве биомаркеров протеолитического разрушения нервных клеток [21]. При патологических состояниях бесконтрольная активация кальпаина в сопряжении с другими протеазами ведет к распаду спектрина, фрагментации ДНК и программированной гибели клеток [3]. Активация кальпаинового пути деградации структурных белков нейронов наблюдается при экспериментальной ишемии головного мозга (ИМ) [22], травмах головного [23] и спинного [8] мозга, демиелинизирующих заболеваниях [13]. Повышенная активность кальпаина и истощение кальпастатина — эндогенного ингибитора кальпаина, отмечаются в мозге больных БА, чем, возможно, объясняется высокий уровень протеолитических фрагментов спектрина в цереброспинальной жидкости [24]. Расщепление кальпаином белка-медиатора коллапсинового ответа 2 (CRMP2), предупреждающего фрагментацию проксимальных отделов аксонов, ведет к острой аксональной дегенерации оптического нерва (in vivo, in vitro) [25].

Активация кальпаина происходит в условиях митохондриальной дисфункции, оксидативного стресса, нарушения баланса и повышения уровня вк[Ca2+] [26]. Эти состояния могут быть вызваны в экспериментальных моделях БП (in vivo, in vitro) с использованием паркинсонических нейротоксинов — ингибиторов митохондриальной НАД∙Н2_дегидрогеназы (комплекс I), 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридина (МФТП, МФП+) и ротенона. Индуцированный действием нейротоксинов рост вк[Ca2+], экспрессия активного кальпаина и активация эффекторных протеаз (например, каспаза-3) стимулируют индукторы апоптоза, такие как cdk5, p35, p53, Bad, Bax, tBid, Bak, PARP-1. На экспериментальных моделях БП показано, что активация кальпаина и проапоптотических молекул ведет к вырождению и гибели дофаминергических нейронов черной субстанции (ЧС), а также экстранигральных дорсальных нейронов и вентральных мотонейронов спинного мозга [27—31]. Активация кальпаинового пути в условиях дисбаланса вк[Ca2+] приводит к формированию цитотоксических включений, характерных для нейродегенеративных заболеваний. Например, гиперактивация кальпаина способствует образованию агрегатов бета-амилоида и гиперфосфорилированию тау-белка, накоплению амилоидных бляшек и нейрофибриллярных клубков, специфичных для патогенеза БА [32, 33]. В нейропатологии БП знаковое значение имеют цитотоксические тельца Леви, состоящие в основном из агрегатов альфа-синуклеина. Расщепление альфа-синуклеина активным кальпаином 1 с образованием высокомолекулярных цепей является триггером формирования телец Леви — биомаркеров поврежденных дофаминергических нейронов ЧС [34—36]. В патогенезе БА и БП кальпаин вызвыает интерес с точки зрения потенциации нейровоспалительного ответа путем активации и миграции резидентных и периферических медиаторов воспаления (астроциты, микроглия, T-клетки, макрофаги) [37, 38].

В процессе апоптоза кальпаин может регулироваться субстратами, которые непосредственно участвуют в процессах деградации клеток; это белки митохондриальных мембран (Bax, Bcl-2), рецепторные (инозитолтрифосфат IP3), кальмодулин-связывающие (G протеины, кальцинейрин), ассоциированные с миелином, белки цитоскелета (альфа-спектрин, актин, ассоциированный с микротрубочками протеин 2, нейрофиламенты), тау-протеин, альфа-синуклеин, апоптоз-индуцирующий фактор (AIF), ферменты сигнальной трансдукции (фосфолипаза C, протеинкиназа C, протеинфосфатаза IIb), факторы транскрипции (c-Fos, c-Jun) и ряд других структурных сигнальных и цитозольных белков [11].

Участие кальпаина в апоптозе клеток сопряжено с активацией каспаз — инициаторных (каспазы-8, -9, -10) и эффекторных (каспазы-1, -3, -6, -7). Считается, что главным эффектором в финальной стадии апоптоза является каспаза-3, которая расщепляет репаративный фермент ядерной ДНК — поли(АДФ-рибоза)-полимеразу 1 (PARP-1) [39]. Расщепление клеточного комплексного субстрата ICAD-CAD (каспазой активируемой ДНКазы 1) способствует деградации нуклеосомальной ДНК при апоптозе [40]. На ранних стадиях апоптоза возможна перекрестная протеолитическая активация кальпаина и каспазы-3. При расщеплении про-каспазы-3 образуются активные субъединицы каспазы-3, которые в свою очередь протеолизируют и инактивируют эндогенный ингибитор кальпаина — кальпастатин, что приводит к длительной активации кальпаина [41]. Замечено, что сопряженная активация двух протеаз кальпаина и каспазы-3 потенцирует действие кальпаина при БП [42].

Ингибирование кальпаина

Роль кальпаина в нейропатофизиологических процессах указывает на целесообразность разработки и изучения потенциальных синтетических ингибиторов кальпаина с целью предотвращения и/или замедления процессов нейродегенерации [43, 44]. Специфическим эндогенным регулятором и ингибитором протеолитической активности µ- и m-кальпаина в клетках млекопитающих является кальпастатин (CAST) [18, 45]. В условиях длительной активации кальпаина протеолитическая инактивация кальпастатина и снижение его ингибирующей способности приводят к росту протеолиза субстратов кальпаина. Например, при экспериментальной травме головного мозга у кальпастатин-экспрессирующих трансгенных мышей существенное ограничение протеолиза субстратов кальпаина нормализует поведенческие расстройства [6]. Исследование мозга больных БА показало падение уровня кальпастатина и активацию кальпаина [46]. Потенциальные ингибиторы кальпаина при БА нацелены главным образом на восстановление функциональных нарушений памяти, синаптической активности, вызванных избытком амилоида-β. Исследования показали благоприятный эффект селективных ингибиторов кальпаина 1, таких как NYC438 и NYC488, предлагаемых в качестве возможных функциональных и терапевтических средств [47].

В условиях повышенной экспрессии кальпастатина или под действием синтетического ингибитора кальпаина MDL-28170 наблюдаются нейропротективный эффект в популяции дофаминергических нейронов головного мозга и замедление развития нейрофизиологических отклонениий у мышей после введения МФТП [48]. Ввиду большой молекулярной массы (110 кДа) кальпастатин не проникает через клеточные мембраны и поэтому не рассматривается в качестве потенциального ингибитора кальпаина в терапевтических целях. Перспективным считается открытие и изучение новых аналогов кальпастатина, способных проникать через гематоэнцефалический барьер [49].

Исследования на нейротоксических (МФТП, МФП+, ротенон) моделях БП показали нейропротективный эффект синтетических ингибиторов кальпаина — кальпептина, SNJ1945 и SJA-6017. Например, в МФТП-индуцированной in vivo модели кальпептин предотвращает процессы нейродегенерации и активацию астроцитов (астроглиоз), микроглии (микроглиоз) и T-клеток в ЧС и популяциях дорсальных нейронов и вентральных мотонейронов спинного мозга C57BL/6N мышей [31, 50]. In vitro кальпептин, SJA-6017 и SNJ1945 повышают жизнеспособность и предупреждают апоптоз VSC 4.1 мотонейронов спинного мозга и дифференцированных SH-SH5Y клеток [27, 29, 51].

Кальцинейрин и его роль в процессах нейродегенерации

Кальцинейрин (протеинфосфатаза 2B, PP2B), единственная Ca2+/кальмодулин (Ca2+/CaM)-зависимая серин-треонин протеинфосфатаза, экспрессируется в большинстве тканей млекопитающих, однако обнаруживается в особенно высоких количествах в головном мозге (полосатое тело, гиппокамп, миндалина, неокортекс) [52]. Гетеродимерная молекула кальцинейрина состоит из 2 субъединиц — каталитической A (CNA, 61 кДа) и регуляторной B (CNB, 19 кДа). Субъединица CNA содержит CaM-связывающий участок и C-концевой домен, выполняющий роль аутоингибитора, а CNB представляет Ca2+-связывающий компонент. Взаимодействие кальцинейрина и Ca2+ в нервных клетках осуществляется через Ca2+-связывающий белок CaM. В условиях повышенного цитоплазматического уровня Ca2+ связывание CaM и регуляторной CNB с различными участками CNA приводит к полной активации фермента. При физиологических концентрациях вк[Ca2+] активность кальцинейрина регулируется аутоингибиторным доменом [53, 54]. Помимо активации Ca2+/CaM комплексом, кальцинейрин активируется двумя необратимыми внутримолекулярными протеолитическими, реализуемыми каспазой-3 и кальпаином [55, 56]. Несмотря на то что в интактных клетках кальцинейрин локализуется преимущественно в цитоплазме, при повышении концентрации вк[Ca2+] часть фермента может транслоцироваться в ядро и взаимодействовать с субстратами-мишенями [57].

Нейробиологическая роль кальцинейрина обусловлена преимущественно нейрональной локализацией фермента. Путем дефосфорилирования субстратов — молекулярных компонентов нейрональных сигнальных путей, кальцинейрин участвует в регуляции функциональной активности нервной системы [53, 58]. Это процессы синаптической пластичности и синаптогенеза, синаптической трансмиссии, высвобождения нейромедиаторов, нейропептидов и нейрогормонов функциональной модуляции рецепторов и ионных каналов, апоптоза и регуляции экспрессии генов [59—63].

Нейрорегуляция осуществляется при взаимодействии кальцинейрина с метаболическими партнерами — это Ca2+/CaM-зависимые протеинкиназы (CaMK II, CaMK IV), протеинкиназы A (PKA) и C (PKC), MAPK, гликогенсинтаза киназа-3 (GSK-3), казеинкиназы (CKI, CKII), рецептор IP3R [59, 64—66]. Регуляторы экспрессии CaM в нейронах — фосфопротеины нейрогранин (RC3) и нейромодулин (GAP-43), также являются субстратами кальцинейрина [67]. Субстраты кальцинейрина, участвующие в процессах нейродегенерации, приведены в табл. 2.

Таблица 2. Ключевые субстраты кальцинейрина при нейродегенерации

Субстрат

Нейродегенерация

Источник

Ферменты

ASK1; динамин 1; DRP1

БА, БП, БГ, БАС, РС, мезиальная височная эпилепсия, прогрессирующая компрессия шейного отдела спинного мозга

[68]

Рецепторные белки

ERα; GluA1

БА, БП, БАС

[54], [68]

Белки цитоскелета

MAP2; Tau1

БА, РС, ИМ

[54], [68]

Факторы транскрипции

NFATc; TFEB; MEF2

БА, БП, БГ, БАС

[54], [68]

DAXX

БА, БП

[68]

Примечание. ASK1 — киназа, регулирующая сигнал к апоптозу, тип 1; DRP1 — связанный с динамином белок 1; ERα — рецептор эстрогена альфа; GluA1 — A1 субъединица AMPA рецептора глутамата; MAP2 — ассоциированный с микротрубочками белок; NFATc — ядерный фактор активированных T-клеток; TFEB — транскрипционный фактор EB; MEF2 — фактор энхансера миоцитов-2; DAXX — белок, ассоциированный с доменом Death.

Научные данные указывают на двойственный функциональный характер кальцинейрина в нервной ткани. При патологии активация кальцинейрина может привести к морфофункциональным изменениям — потере синапсов, атрофии дендритов и синаптической дисфункции [69]. В зависимости от специфичности и длительности взаимодействия с Ca2+ и CaM кальцинейрин проявляет антагонистический эффект на ионные каналы, рецепторы нейромедиаторов, ферменты и транскрипционные факторы [66]. Нейропротективная роль кальцинейрина проявляется в условиях активации транскрипционного фактора MEF2 (myocyte-specific enhancer factor 2A) [70], тогда как дефосфорилирование кальцинейрином проапоптотического фактора Bad (Bcl2 associated cell death promoter) способствует апотозу [71].

Кальцинейрин вовлечен в процессы аутофагии в нейронах, тем самым участвуя в предупреждении патологической агрегации белков при нейродегенеративных заболеваниях. Например, быстрое увеличение мембранной проницаемости лизосом под действием природного соединения трегалозы коррелирует с ростом активности кальцинейрина, дефосфорилирования транскрипционного фактора TFEB (регулятор лизосомального биогенеза и аутофагии) и ядерной транслокации [72]. На дрожжевой модели БП показано, что кальцинейрин участвует во внутриклеточной транспортировке катепсина D в лизосомы, где происходят эндосомальная сортировка и расщепление аномальных белков [73].

Синаптическая дерегуляция Ca2+/CaM и кальцинейрина играет решающую роль в патофизиологии нейродегенеративных заболеваний, таких как БА и БП. Установлена роль CaMK II и кальцинейрина в смещении баланса между явлениями долговременной потенциации и депрессии [74, 75]. Ранние исследования японских ученых показали, что топографическое распределение кальцинейрин-иммунореактивности в мозге больных (post mortem) с экстрапирамидными расстройствами и нигростриатными поражениями (БП, БГ) позволяет обнаружить повреждение базальных ганглиев [76].

Исследования на трансгенных моделях БП у мышей указывают на ключевую роль кальцинейрина в регуляции процессов фосфо- и дефосфорилирования синаптических белков-коннекторов (динамин, синапсины, амфифизины) и влияния этих изменений на отложение синуклеина в пресинаптических терминалях [77]. У α-синуклеин-мутагенных мышей (A53T) рост фосфатазной активности кальцинейрина и транслокация NFAT (nuclear factor of activated T cells) ведут к нейродегенерации дофаминергических нейронов, однако процесс предотвращается при ингибировании кальцинейрина циклоспорином A (CsA) [78].

Кальцинейрин и нейровоспаление

Кальцинейрин является ключевым ферментом в формировании воспалительного ответа путем активации T-клеток и генерации цитокинов, включая IL-2, -6, -4, -5, TNF-α [54, 58, 79]. Несмотря на незначительную экспрессию в глии [80], кальцинейрин участвует в образовании цитокинов в иммунной системе (астроциты, микроглия, макрофаги) [81—83].

Путем иммуномодуляции и активации нейровоспалительных медиаторов кальцинейрин может воздействовать на жизненно важные нейрофизиологические функции, в частности при старении, нейротравмах и заболеваниях с нейровоспалительным компонентом, таких как БА, БП, БГ, БАС, РС [84]. Наличие кальцинейрина в астроцитах гиппокампа старых β-амилоиднесущих трансгенных мышей и в гиппокампе человека на ранних стадиях снижения когнитивных функций предполагает функциональную связь между астроцитарной экспрессией кальцинейрина и деменцией на поздних стадиях заболевания [85]. Более того, астроцитарная иммунолокализация протеолитически образующихся активных фрагментов кальцинейрина (45—48 кДа, ΔCN-A48) указывает на центральную роль кальцинейрина в нейрональной дисфункции и нейродегенерации [86]. Формирование кальцинейрин-опосредованного нейровоспалительного фенотипа астроцитов связано с активацией внутриклеточных сигнальных путей и/или транскрипционных факторов (NFAT, NFκB, AP1, FOXO3) [84]. Последовательное связывание кальцинейрина с регуляторной субъединицей NFAT, его дефосфорилирование, ядерная транслокация и связывание с ДНК играют регулирующую роль в экспрессии генов различных биологически активных белков, в генерации цитокинов, таких как TNF-α, IL-2, IL-4, что приводит к активации астроцитов [79, 87]. Ввиду двойственной функциональной активности в астроцитах кальцинейрин может включаться как в активацию провоспалительных каскадов в ответ на TNF-α, так и в купирование тех же сигналов во взаимодействии с трофическим IGF-1 фактором [88].

Ингибирование кальцинейрина

Активность кальцинейрина регулируется эндогенными и экзогенными ингибиторами. В клинических и лабораторных исследованиях применяются природные, экзогенные ингибиторы кальцинейрина CsA и такролимус (FK506), обладающие иммуномодулирующими свойствами [89]. Оба соединения подавляют активность кальцинейрина образуя комплекс с соответствующим иммунофилином (CsA-циклофилин A и FK506-FKBP12). К эндогенным ингибиторам кальцинейрина относятся Cabin 1, AKAP79 (A-киназа, связывающийся белок), FK506-связывающий белок 38 (FKBP38), калсарцин и др. [89].

Результаты ряда исследований свидетельствуют об эффективном нейропротективном действии CsA и FK506, что особенно важно в случае нейродегенеративных заболеваний. Например, FK506 существенно снижает аккумуляцию окисленного дофамина в DJ-1 мутантных нейронах in vitro [90], блокирует потерю дендритных шипов в культуре Aβ42-обработанных клеток [91], подавляет ротенон-индуцированную активацию апоптотического Bad фактора in vitro [92]. FK506 и CsA предотвращают фрагментацию митохондрий и дефосфорилирование Drp1(Ser637) in vitro [93]. Противовоспалительный эффект FK506 установлен на in vivo МФТП модели БП у мышей с провоспалительным компонентом (human-CD34+ мыши) [94].

В качестве ингибиторов интерес представляют геморфины — пептиды, образующиеся в физиологических условиях из β-цепи гемоглобина крови, обладающие способностью регулировать активность кальцинейрина. Показано, что геморфины модулируют активность кальцинейрина мозга и лимфоцитов путем связывания с CaM, демонстрируя при этом разнонаправленные дозозависимые эффекты [95, 96].

Взаимосвязь кальпаина и кальцинейрина при нейродегенерации

Интенсивное взаимодействие между кальпаином и кальцинейрином отчетливо прослеживается в патогенезе нейродегенеративных заболеваний, таких как БА, БП, РС, БАС. Критическим фактором развития нейродегенеративных процессов различной этиологии является дизрегуляция накопления кальция [97]. Падение нейрофункциональной активности, вырождение и гибель селективных популяций нейронов коррелируют с Ca2+-индуцированной активацией кальпаина и кальцинейрина, что подтверждает метаболическую кросс-коммуникацию между этими ферментами [98]. В условиях дисбаланса вк[Ca2+] кальпаин связывается и протеолитически расщепляет каталитическую субъединицу кальцинейрина CN-A (60 kDa) на несколько высокоактивных фрагментов (45—48 кДа, ΔCN-Aα48), лишенных C-концевого аутоингибирующего домена, ответственного за лимитацию активности кальцинейрина при низких уровнях Ca2+/CaM (in vitro, in vivo) [56]. В культуре Jurkat клеток, обработанных Ca2+ ионофором, расщепление кальпаином 1 C-концевого cain/cabin1 домена кальцинейрина также усиливает апоптоз клеток [99].

Взаимодействие кальпаина и кальцинейрина наблюдается при нейрофибриллярной дегенерации и тау-патологии, характерной для БА [32]. Сравнительно высокий уровень активного кальпаина 1 в неокортексе больных БА (post mortem) наряду с активацией кальцинейрина коррелирует с количеством нейрофибриллярных клубков (но не β-амилоидных бляшек), состоящих из аномально гиперфосфорилированных агрегатов тау-белка. Существенный рост активности кальпаина и образование активных фрагментов кальцинейрина (ΔCN-Aα48) в первичной культуре клеток гиппокампа, обработанных олигомерными Aβ(1-42), указывают на взаимодействие этих ферментов на ранних стадиях снижения когнитивных функций при БА [100].

Заключение

Многокомпонентные нейродегенеративные процессы включают разнообразие сигнальных путей, ведущих к вырождению и гибели селективных популяций клеток, в зависимости от нейропатологии. Общим в этих процессах является взаимосвязанная активация кальпаина и кальцинейрина, которые в определенных условиях (митохондриальная дисфункция, оксидативный стресс, стресс, аберрантный кальций) могут играть решающую роль в гибели клеток. Ингибирование кальпаина при патологии нервной системы нацелено на предупреждение активации его субстратов, компонентов сигнальных путей, а также на предотвращение распада белка цитоскелета — спектрина.

Ингибиторы кальцинейрина, обладающие иммуномодулирующим действием (CsA, FK506), также проявляют нейропротективный эффект. Поэтому ингибиторы кальпаина и/или кальцинейрина заслуживают более пристального внимания в качестве потенциальных терапевтических средств. Для достижения положительных клинических результатов фармакотерапия может основываться либо на комбинировании средств, либо на одном препарате с множественным действием. В перспективе поиск и фармакологическое моделирование нейропротективных средств рекомендуется проводить с учетом воздействия на Ca2+-регулируемые ферменты — кальпаин и кальцинейрин, на уровне экспрессии и активности, а также влияния на метаболические компоненты и/или субстраты, регулируемые этими ферментами.

Работа выполнена в рамках гранта ANSEF-2022 (Yervant Terzian Armenian National Science and Education Fund based in New York, USA).

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Литература / References:

  1. Guroff G. A neutral calcium-activated proteinase from the soluble fraction of rat brain. J Biol Chem. 1964;239(1):149-155.  https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)51762-2
  2. Ono Y, Sorimachi H. Calpains: an elaborate proteolytic system. Biochem Biophys Acta. 2012;1824(1):224-236.  https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2011.08.005
  3. Ono Y, Saido TC, Sorimachi H. Calpain research for drug discovery: challenges and potential. Nat Rev Drug Discov. 2016;15(12):854-876.  https://doi.org/10.1038/nrd.2016.212
  4. Baudry M. Calpain-1 and Calpain-2 in the Brain: Dr. Jekill and Mr Hyde? Curr Neuropharmacol. 2019;17(9):823-829.  https://doi.org/10.2174/1570159X17666190228112451
  5. Bevers MB, Neumar RW. Mechanistic role of calpains in postischemic neurodegeneration. J Cereb Blood Flow Metab. 2008;28(4):655-673.  https://doi.org/10.1038/sj.jcbfm.9600595
  6. Schoch KM, Evans HN, Brelsfoard JM, et al. Calpastatin overexpression limits calpain-mediated proteolysis and behavioral deficits following traumatic brain injury. Exp Neurol. 2012;236(2):371-382.  https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2012.04.022
  7. Curcio M, Salazar IL, Mele M, et al. Calpains and neuronal damage in the ischemic brain: The swiss knife in synaptic injury. Prog Neurobiol. 2016;143:1-35.  https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2016.06.001
  8. Ray SK, Hogan EL, Banik NL. Calpain in the pathopysiology of spinal cord injury: neuroprotection with calpain inhibitors. Brain Res Brain Res Rev. 2003;42(2):169-185.  https://doi.org/10.1016/s0165-0173(03)00152-8
  9. Samantaray S, Sribnick EA, Das A, et al. Melatonin attenuates calpain upregulation, axonal damage, and neuronal death in spinal cord injury. J Pineal Res. 2008;44(4):348-357.  https://doi.org/10.1111/j.1600-079X.2007.00534.x
  10. Ferreira A. Calpain dysregulation in Alzheimer’s disease. ISRN Biochem. 2012;728571. https://doi.org/10.5402/2012/728571
  11. Vosler PS, Brennan CS, Chen J. Calpain-mediated signaling mechanisms in neuronal injury and neurodegeneration. Mol Neurobiol. 2008;38(1):78-100.  https://doi.org/10.1007/s12035-008-8036-x
  12. Rao MV, Campbell J, Palaniappan A, et al. Calpastatin inhibits motor neuron death and increases survival of hSOD1(G93A) mice. J Neurochem. 2016;137(2):253-265.  https://doi.org/10.1111/jnc.13536
  13. Schaecher KE, Shields DC, Banik NL. Mechanism of myelin breakdown in experimental demyelination: a putative role for calpain. Neurochem Res. 2001;26(6):731-737.  https://doi.org/10.1023/a:1010903823668
  14. Stifanese R, Averna M, De Tullio R, et al. Role of calpain-1 in the early phase of experimental ALS. Arch Biochem Biophys. 2014;562:1-8.  https://doi.org/10.1016/j.abb.2014.08.006
  15. Hoffmann DB, Williams SK, Bojcevski J, et al. Calcium influx and calpain activation mediate preclinical retinal neurodegeneration in autoimmune optic neuritis. Neuropathol Exp Neurol. 2013;72(8):745-757.  https://doi.org/10.1097/NEN.0b013e31829c7370
  16. Liu K, Lyu L, Chin D, et al. Altered ubiquitin causes perturbed calcium homeostasis, hyperactivation of calpain, dysregulated differentiation, and cataract. Proc Natl Acad Sci USA. 2015;112(4):1071-1076. https://doi.org/10.1073/pnas.1404059112
  17. Weber JJ, Anger SC, Pereira Sena P, et al. Calpains as novel players in the molecular pathogenesis of spinocerebellar ataxia type 17. Cell Mol Life Sci. 2022;79(5):262.  https://doi.org/10.1007/s00018-022-04274-6
  18. De Tullio R, Averna M, Pedrazzi M, et al. Differential regulation of the calpain-calpastatin complex by the L-domain of calpastatin. Biochim Biophys Acta. 2014;1843(11):2583-2591. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2014.07.002
  19. Chan L, Mattson MP. Caspase and calpain substrates: Roles in synaptic plasticity and cell death. J Neurosci Res. 1999;58(1):167-190.  https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/10491581/
  20. Bluhm A, Schrempel S, von Hörsten S, et al. Proteolytic α-synuclein cleavage in health and disease. Int J Mol Sci. 2021;22(11):5450. https://doi.org/10.3390/ijms22115450
  21. Yan XX, Jeromin A, Jeromin A. Spectrin breakdown products (SBDPs) as potential biomarkers for neurodegenerative diseases. Curr Transl Geriatr Exp Gerontol Rep. 2012;1(2):85-93.  https://doi.org/10.1007/s13670-012-0009-2
  22. Kong LH, Gu XM, Wu F, et al. CaMKII inhibition mitigates ischemia/reperfusion-elicited calpain activation and the damage to membrane skeleton proteins in isolated rat hearts. Biochem Biophys Res Commun. 2017;491(3):687-692.  https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2017.07.128
  23. Saatman KE, Creed J, Raghupathi R. Calpain as a therapeutic target in traumatic brain injury. Neurotherapeutics. 2010;7(1):31-42.  https://doi.org/10.1016/j.nurt.2009.11.002
  24. Getz GS. Calpain inhibition as a potential treatment of Alzheimer’s disease. Am J Pathol. 2012;181(2):388-391.  https://doi.org/10.1016/j.ajpath.2012.04.027
  25. Zhang JN, Koch JC. Collapsin response mediator protein-2 plays a major protective role in acute axonal degeneration. Neural Regen Res. 2017;12(5):692-695.  https://doi.org/10.4103/1673-5374.206631
  26. Keane PC, Kurzawa M, Blain PG, Morris CM. Mitochondrial dysfunction in Parkinson’s disease. Parkinsons Dis. 2011:716871. https://doi.org/10.4061/2011/716871
  27. Knaryan VH, Samantaray S, Park S, et al. SNJ-1945, a calpain inhibitor, protects SH-SY5Y cells against MPP(+) and rotenone. J Neurochem. 2014;130(2):280-290.  https://doi.org/10.1111/jnc.12629
  28. Samantaray S, Knaryan VH, Guyton MK, et al. The parkinsonian neurotoxin rotenone activates calpain and caspase-3 leading to motoneuron degeneration in spinal cord of Lewis rats. Neuroscience. 2007;146(2):741-755.  https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2007.01.056
  29. Samantaray S, Knaryan VH, Le Gal C, et al. Calpain inhibition protected spinal cord motoneurons against 1-methyl-4-phenylpyridinium ion and rotenone. Neuroscience. 2011;192:263-274.  https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2011.06.007
  30. Samantaray S, Knaryan VH, Shields DC, Banik NL. Critical role of calpain in spinal cord degeneration in Parkinson’s disease. J Neurochem. 2013;127(6):880-890.  https://doi.org/10.1111/jnc.12374
  31. Samantaray S, Knaryan VH, Shields DC, et al. Inhibition of calpain activation protects MPTP-induced nigral and spinal cord neurodegeneration, reduces inflammation, and improves gait dynamics in mice. Mol Neurobiol. 2015;52(2):1054-1066. https://doi.org/10.1007/s12035-015-9255-6
  32. Jin N, Yin X, Gu J, et al. Truncation and activation of dual specificity tyrosine phosphorylation-regulated kinase 1A by Calpain I: A molecular mechanism linked to tau pathology in Alzheimer disease. J Biol Chem. 2015;290(24):15219-15237. https://doi.org/10.1074/jbc.M115.645507
  33. Mahaman YAR, Huang F, Kessete Afewerky H, et al. Med Involvement of calpain in the neuropathogenesis of Alzheimer’s disease. Res Rev. 2019;39(2):608-630.  https://doi.org/10.1002/med.21534
  34. Dufty BM, Warner LR, Hou ST, et al. Calpain-cleavage of alpha-synuclein: connecting proteolytic processing to disease-linked aggregation. Am J Pathol. 2007;170(5):1725-1738. https://doi.org/10.2353/ajpath.2007.061232
  35. Mishizen-Eberz AJ, Norris EH, Giasson BI, et al. Cleavage of alpha-synuclein by calpain: potential role in degradation of fibrillized and nitrated species of alpha-synuclein. Biochemistry. 2005;44(21):7818-7829. https://doi.org/10.1021/bi047846q
  36. Shams R, Banik NL, Hague A. Calpain in the cleavage of alpha-synuclein and the pathogenesis of Parkinson’s disease. Prog Mol Biol Transl Sci. 2019;167:107-124.  https://doi.org/10.1016/bs.pmbts.2019.06.007
  37. Gao A, McCoy HM, Zaman V, et al. Calpain activation and progression of inflammatory cycles in Parkinson’s disease. Front Biosci (Landmark Ed). 2022;27(1):020.  https://doi.org/10.31083/j.fbl2701020
  38. Schultz B, Taday J, Menezes L, et al. Calpain-mediated alterations in astrocytes before and during amyloid chaos in Alzheimer’s disease. J Alzheimers Dis. 2021;84(4):1415-1430. https://doi.org/10.3233/JAD-215182
  39. Kaufmann SH, Desnoyers S, Ottaviano Y, et al. Specific proteolytic cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase: an early marker of chemotherapy-induced apoptosis. Cancer Res. 1993;53(17):3976-3985. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/8358726/
  40. Enari M, Sakahira H, Yokoyama H, et al. A caspase-activated DNase that degrades DNA during apoptosis, and its inhibitor ICAD. Nature. 1998;391(6662):43-50.  https://doi.org/10.1038/34112
  41. Wang KK, Posmantur R, Nadimpalli R, et al. Caspase-mediated fragmentation of calpain inhibitor protein calpastatin during apoptosis. Arch Biochem Biophys. 1998;356(2):187-196.  https://doi.org/10.1006/abbi.1998.0748
  42. Esteves AR, Arduino DM, Swerdlow RH, et al. Dysfunctional mitochondria uphold calpain activation: contribution to Parkinson’s disease pathology. Neurol Dis. 2010;37(3):723-730.  https://doi.org/10.1016/j.nbd.2009.12.011
  43. Dókus LE, Yousef M, Banoczi Z. Modulators of calpain activity: inhibitors and activators as potential drugs. Expert Opin Drug Discov. 2020;15(4):471-486.  https://doi.org/10.1080/17460441.2020.1722638
  44. Khan H, Garg N, Singh TG, et al. Calpain inhibitors as potential therapeutic modulators in neurodegenerative diseases. Neurochem Res. 2022;47(5):1125-1149. https://doi.org/10.1007/s11064-021-03521-9
  45. Melloni E, Salamino F, Sparatore B. The calpain-calpastatin system in mammalian cells: properties and possible functions. Biochimie. 1992;74(3):217-223.  https://doi.org/10.1016/0300-9084(92)90120-4
  46. Rao MV, Mohan PS, Peterhoff CM, et al. Marked calpastatin depletion (CAST) in Alzheimer’s disease accelerates cytoskeleton disruption and neurodegeneration: neuroprotection by CAST expression. J Neurosci. 2008;28:12241-12254. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4119-08.2008
  47. Fà M, Zhang H, Staniszewski A, et al. Novel Selective Calpain 1 Inhibitors as Potential Therapeutics in Alzheimer’s Disease. J Alzheimers Dis. 2016;49(3):707-721.  https://doi.org/10.3233/JAD-150618
  48. Crocker SJ, Smith PD, Jackson-Lewis V, et al. Inhibition of calpains prevents neuronal and behavioral deficits in an MPTP mouse model of Parkinson’s disease. J Neurosci. 2003;23(10):4081-4091. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.23-10-04081.2003
  49. Donkor IO. An update on the therapeutic potential of calpain inhibitors: a patent review. Expert Opin Ther Pat. 2020;30(9):659-675.  https://doi.org/10.1080/13543776.2020.1797678
  50. Haque A, Samantaray S, Knaryan VH, et al. Calpain mediated expansion of CD4+ cytotoxic T cells in rodent models of Parkinson’s disease. Exp Neurol. 2020;330:113315. https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2020.113315
  51. Samantaray S, Knaryan VH, M Del Re A, et al. Cell-permeable calpain inhibitor SJA6017 provides functional protection to spinal motoneurons exposed to MPP. Neurotox Res. 2020;38(3):640-649.  https://doi.org/10.1007/s12640-020-00264-3
  52. Polli JW, Billingsley ML, Kincaid RL. Expression of the calmodulin dependent protein phosphatase, calcineurin, in rat brain: developmental patterns and the role of nigrostriatal innervation. Brain Res Dev Brain Res. 1991;63:105-119.  https://doi.org/10.1016/0165-3806(91)90071-p
  53. Klee CB, Ren H, Wang X. Regulation of the calmodulin-stimulated protein phosphatase, calcineurin. J Biol Chem. 1998;273(22):13367-13370. https://doi.org/10.1074/jbc.273.22.13367
  54. Creamer TP. Calcineurin. Cell Commun Signal. 2020;18(1):137.  https://doi.org/10.1186/s12964-020-00636-4
  55. Yang SA, Klee C. Study of calcineurin structure by limited proteolysis. Methods Mol Biol. 2002;172:317-334.  https://doi.org/10.1385/1-59259-183-3:317
  56. Wu HY, Tomizawa K, Oda Y, et al. Critical role of calpain-mediated cleavage of calcineurin in excitotoxic neurodegeneration. J Biol Chem. 2004;279(6):4929-4940. https://doi.org/10.1074/jbc.M309767200
  57. Shibasaki F, Price ER, Milan D, McKeon F. Role of kinases and the phosphatase calcineurin in the nuclear shuttling of transcription factor NF-AT4. Nature. 1996;382(6589):370-373.  https://doi.org/10.1038/382370a0
  58. Hogan PG, Li H. Calcineurin. Curr Biol. 2005;15(12):442-443.  https://doi.org/10.1016/j.cub.2005.06.006
  59. Yakel JL. Calcineurin regulation of synaptic function: from ion channels to transmitter release and gene transcription. TiPS. 1997;18:124-134.  https://doi.org/10.1016/s0165-6147(97)01046-8
  60. Weitlauf C, Winder D. Calcineurin, synaptic plasticity, and memory. Scientific World Journal. 2001;1:530-533.  https://doi.org/10.1100/tsw.2001.259
  61. Mehta S, Aye-Han NN, Ganesan A, et al. Calmodulin-controlled spatial decoding of oscillatory Ca2+ signals by calcineurin. Elife. 2014;3:e03765. https://doi.org/10.7554/eLife.03765
  62. Hens JJ, De Wit M, Ghijsen WE, et al. Role of calcineurin in Ca2+-induced release of catecholamines and neuropeptides. J Neurochem. 1998;71(5):1978-1986. https://doi.org/10.1046/j.1471-4159.1998.71051978.x
  63. Waalas SI, Hemmings HC, Jr, Greengard P, Nairn AC. Beyond the dopamine receptor: regulation and roles of serine/threonine protein phosphatases. Fronties Neuroanatomy. 2011;5:1-17.  https://doi.org/10.3389/fnana.2011.00050
  64. Genazzani AA, Carafoli E, Guerini D. Calcineurin controls inositol 1,4,5-trisphosphate type 1 receptor expression in neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 1999;96(10):5797-5801. https://doi.org/10.1073/pnas.96.10.5797
  65. Graef IA, Mermelstein PG, Stankunas K, et al. L-type calcium channels and GSK-3 regulate the activity of NF-ATc4 in hippocampal neurons. Nature. 1999;401(6754):703-708.  https://doi.org/10.1038/44378
  66. Groth RD, Dunbar RL, Mermelstein PG. Calcineurin regulation of neuronal plasticity. Biochem Biophys Res Commun. 2003;311:1159-1171. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2003.09.002
  67. Slemmon JR, Feng B, Erhardt JA. Small proteins that modulate calmodulin-dependent signal transduction: effects of PEP-19, neuromodulin, and neurogranin on enzyme activation and cellular homeostasis. Mol Neurobiol. 2000;22(1-3):99-113.  https://doi.org/10.1385/MN:22:1-3:099
  68. Masaki T, Shimada M. Decoding the phosphatase code: regulation of cell proliferation by calcineurin. Int J Mol Sci. 2022;23(3):1122. https://doi.org/10.3390/ijms23031122
  69. Reese LC, Taglialatela G. A role for calcineurin in Alzheimer’s disease. Curr Neuropharmacol. 2011;9(4):685-692.  https://doi.org/10.2174/157015911798376316
  70. Mao Z, Wiedmann M. Calcineurin enhances MEF2 DNA binding activity in calcium-dependent survival of cerebellar granule neurons. J Biol Chem. 1999;274(43):31102-31107. https://doi.org/10.1074/jbc.274.43.31102
  71. Morioka M, Hamada J, Ushio Y, Miyamoto E. Potential role of calcineurin for brain ischemia and traumatic injury. Prog Neurobiol. 1999;58(1):1-30.  https://doi.org/10.1016/s0301-0082(98)00073-2
  72. Rusmini P, Cortese K, Crippa V, et al. Trehalose induces autophagy via lysosomal-mediated TFEB activation in models of motoneuron degeneration. Autophagy. 2019;15(4):631-651.  https://doi.org/10.1080/15548627.2018.1535292
  73. Aufschnaiter A, Kohler V, Büttner S. Taking out the garbage: cathepsin D and calcineurin in neurodegeneration. Neural Regen Res. 2017;12(11):1776-1779. https://doi.org/10.4103/1673-5374.219031
  74. Popugaeva E, Pchitskaya E, Bezprozvanny I. Dysregulation of neuronal calcium homeostasis in Alzheimer’s disease — A therapeutic opportunity? Biochem Biophys Res Commun. 2017;483(4):998-1004. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2016.09.053
  75. O’Day DH. Calmodulin binding proteins and Alzheimer’s disease: biomarkers, regulatory enzymes and receptors that are regulated by calmodulin. Int J Mol Sci. 2020;21(19):7344. https://doi.org/10.3390/ijms21197344
  76. Goto S, Matsukado Y, Mihara Y, et al. Calcineurin in human brain and its relation to extrapyramidal system. Immunohistochemical study on postmortem human brains. Acta Neuropathol. 1986;72(2):150-156.  https://doi.org/10.1007/BF00685977
  77. Vargas KJ, Schrod N, Davis T, et al. Synucleins have multiple effects on presynaptic architecture. Cell Rep. 2017;18(1):161-173.  https://doi.org/10.1016/j.celrep.2016.12.023
  78. Luo J, Sun L, Lin X, et al. A calcineurin- and NFAT-dependent pathway is involved in α-synuclein-induced degeneration of midbrain dopaminergic neurons. Hum Mol Genet. 2014;23(24):6567-6574. https://doi.org/10.1093/hmg/ddu377
  79. Serfling E, Berberich-Siebelt F, Chuvpilo S, et al. The role of NF-AT transcription factors in Tcell activation and differentiation. Biochim Biophys Acta. 2000;1498(1):1-18.  https://doi.org/10.1016/s0167-4889(00)00082-3
  80. Goto S, Matsukado Y, Mihara Y, et al. The distribution of calcineurin in rat brain by light and electron microscopic immunohistochemistry and enzyme-immunoassay. Brain Res. 1986;397(1):161-172.  https://doi.org/10.1016/0006-8993(86)91381-8
  81. Nagamoto-Combs K, Combs CK. Microglial phenotype is regulated by activity of the transcription factor, NFAT (nuclear factor of activated T cells). J Neurosci. 2010;30(28):9641-9646. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.0828-10.2010
  82. Shiratori M, Tozaki-Saitoh H, Yoshitake M, et al. P2X7 receptor activation induces CXCL2 production in microglia through NFAT and PKC/MAPK pathways. J Neurochem. 2010;114(3):810-819.  https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2010.06809.x
  83. Rojanathammanee L, Puig KL, Combs CK. Pomegranate polyphenols and extract inhibit nuclear factor of activated T-cell activity and microglial activation in vitro and in a transgenic mouse model of Alzheimer disease. J Nutr. 2013;143(5):597-605.  https://doi.org/10.3945/jn.112.169516
  84. Furman JL, Norris CM. Calcineurin and glial signaling: neuroinflammation and beyond. J Neuroinflammation. 2014;11:158.  https://doi.org/10.1186/s12974-014-0158-7
  85. Abdul HM, Sama MA, Furman JL, et al. Cognitive decline in Alzheimer’s disease is associated with selective changes in calcineurin/NFAT signaling. J Neurosci. 2009;29(41):12957-12969. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1064-09.2009
  86. Pleiss MM, Sompol P, Kraner SD, et al. Calcineurin proteolysis in astrocytes: Implications for impaired synaptic function. Biochim Biophys Acta. 2016;1862(9):1521-1532. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2016.05.007
  87. Norris CM. Calcineurin: directing the damage in Alzheimer disease: An Editorial for ‘Neuronal calcineurin transcriptional targets parallel changes observed in Alzheimer disease brain’ on page 24. J Neurochem. 2018;147(1):8-11.  https://doi.org/10.1111/jnc.14475
  88. Fernandez AM, Fernandez S, Carrero P, et al. Calcineurin in reactive astrocytes plays a key role in the interplay between proinflammatory and anti-inflammatory signals. J Neurosci. 2007;27(33):8745-8756. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1002-07.2007
  89. Liu JO. Endogenous protein inhibitors of calcineurin. Biochem Biophys Res Commun. 2003;311(4):1103-1109. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2003.10.020
  90. Burbulla LF, Song P, Mazzulli JR, et al. Dopamine oxidation mediates mitochondrial and lysosomal dysfunction in Parkinson’s disease. Science. 2017;357(6357):1255-1261. https://doi.org/10.1126/science.aam9080
  91. Stallings NR, O’Neal MA, Hu J, et al. Pin1 mediates Aβ42-induced dendritic spine loss. Sci Signal. 2018;11(522):eaap8734. https://doi.org/10.1126/scisignal.aap8734
  92. Watabe M, Nakaki T. Rotenone induces apoptosis via activation of bad in human dopaminergic SH-SY5Y cells. J Pharmacol Exp Ther. 2004;311(3):948-953.  https://doi.org/10.1124/jpet.104.071381
  93. Park J, Lee DG, Kim B, et al. Iron overload triggers mitochondrial fragmentation via calcineurin-sensitive signals in HT-22 hippocampal neuron cells. Toxicology. 2015;337:39-46.  https://doi.org/10.1016/j.tox.2015.08.009
  94. Manocha GD, Floden AM, Puig KL, et al. Defining the contribution of neuroinflammation to Parkinson’s disease in humanized immune system mice. Mol Neurodegener. 2017;12(1):17.  https://doi.org/10.1186/s13024-017-0158-z
  95. Барсегян К.С., Бархударян Н.А., Галоян А.А. Исследование воздействия нативных и синтетических коронаросуживающих пептидных факторов на активность кальцинейрина. Нейрохимия. 1992;11(2):141-149.  https://arar.sci.am/publication/290184
  96. Barkhudaryan N, Gambarov S, Gyulbayazyan T, Nahapetyan K. LVV-hemorphin-4 modulates Ca2+/calmodulin-dependent pathways in the immune system by the same mechanism as in the brain. J Mol Neurosci. 2002;18(3):203-210.  https://doi.org/10.1385/JMN:18:3:203
  97. Bezprozvanny I. Calcium hypothesis of neurodegeneration — An update. Biochem Biophys Res Commun. 2019;520(4):667-669.  https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2019.10.016
  98. Lee DG, Park J, Lee HS, et al. Iron overload-induced calcium signals modulate mitochondrial fragmentation in HT-22 hippocampal neuron cells. Toxicology. 2016;365:17-24.  https://doi.org/10.1016/j.tox.2016.07.022
  99. Kim MJ, Jo DG, Hong GS, et al. Calpain-dependent cleavage of cain/cabin1 activates calcineurin to mediate calcium-triggered cell death. Proc Natl Acad Sci USA. 2002;99(15):9870-9875. https://doi.org/10.1073/pnas.152336999
  100. Abdul HM, Baig I, Harry Levine 3rd, et al. Proteolysis of calcineurin is increased in human hippocampus during mild cognitive impairment and is stimulated by oligomeric Abeta in primary cell culture. Aging Cell. 2011;10(1):103-113.  https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2010.00645.x

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.